+8 (916) 786-78-28 с 10.00 до 22.00 ежедневно

Меню

Спирохетоз кроликов лечение: причины возникновения, признаки, последствия, медикаментозное лечение, профилактика

причины возникновения, признаки, последствия, медикаментозное лечение, профилактика

Спирохетоз, который также называют трепонемозом или «кроличьим сифилисом», это очень распространённое заболевание, при котором у животного наблюдается воспаление области анального отверстия и наружных половых органов. Для беременной самки болезнь может быть чревата рождением неполноценных крольчат или даже выкидышем. Летальный исход больных кроликов — явление редкое, заболевание легко поддаётся лечению.

Симптомы спирохетоза определяются примерно через 3-4 недели после заражения: половые органы у кроликов отекают, появляются гнойные выделения, небольшие язвочки и наросты. Возможно выпадение шерсти, появление волдырей на губах, у самцов — фимоз. Больное животное начинает отгонять от себя особей противоположного пола. Иногда спирохетоз распространяется и на другие органы кролика: кожу вокруг глаз, спину, мошонку.

Болезнь может продолжаться очень долгое время, и даже если симптомы спирохетоза уже какое-то время не дают о себе знать, позже они снова могут проявиться. В особенности это может случиться в период холодов. Несмотря на то, что определить болезнь можно и невооружённым глазом, лучше всё же сделать необходимые анализы в лаборатории, для того чтобы убедиться в правильности диагноза.

Причина возникновения заболевания и его профилактика

Спирохетоз у кроликов может появиться в результате контактактирования больных и здоровых кроликов. Болезнь вызывается бактерией Treponema cuniculi и преимущественно передаётся половым путём, то есть во время случки. Также причиной заражения может стать подстилка и инвентарь которым пользовалось инфицированное животное. Больше всего спирохетозу подвержены взрослые особи.

Для того чтобы избежать появления заболевания у кроликов, необходимо поддерживать их клетки, оборудование и весь инвентарь в чистом состоянии и регулярно проводить дезинфекцию. Перед случкой рекомендуется проводить ветеринарное обследование кроликов. Клетку больного животного каждые пять дней обрабатывают с помощью 2%-ного раствора формалина и едкого натра, а также 3%-ного раствора лизола. В условиях карантина здоровым животным так же, как и больным следует делать инъекции новарсенола.

Лечение спирохетоза

При обнаружении первых признаков болезни стоит немедленно обратиться к ветеринару и не затягивать с лечением. Чем быстрее будет проведена терапия, тем успешнее окажется результат лечения. Больных кроликов необходимо исключить из размножения и изолировать от других животных. На ранней стадии спирохетоз можно легко излечить с помощью внутривенных (в ушную вену) инъекций 6%-ного раствора новарсенола или неосальварсана. Раствор изготавливается непосредственно перед применением, из порошка препарата и обычной воды.

Также рекомендуем прочитать:

Также болезнь успешно лечится с помощью внутримышечного введения салициловокислого висмута. Этот препарат так же представляет собой порошок, но в отличии от новарсенола почти не растворяется в воде. Для инъекций используют 10%-ный раствор с растительным маслом, который разогревают перед введением в тело кролика. Из лекарств с оральным способом приёма можно использовать препарат эритромицин по 10 мг на 1 кг веса животного.

Внимание, только СЕГОДНЯ!

Спирохетоз кроликов

Спирохетоз, или трепонемоз кроликов, или кроличий сифилис, – широко распространенная хроническая инфекционная болезнь, характеризующаяся поражением кожи в области наружных половых органов, ануса и других органов.

Возбудитель болезни – трепонема, аналогичная сифилису человека, источником которой являются больные кролики. Заражение этой болезнью происходит через наружные половые органы и слизистую оболочку прямой кишки, преимущественно во время полового акта.

Инкубационный период болезни составляет 5-123 сут, чаще – 20–30 дней. Болезнь начинается покраснением и отечностью препуция или больших срамных губ, часто наблюдается покраснение, отечность и изъязвление прямой кишки. Из язв выделяется серозно-слизистый или слизисто-гнойный экссудат, содержащий трепонемы. При сильном поражении воспаленные участки приобретают красновато-синеватую окраску и покрываются коркой. Паховые и подколенные лимфатические узлы набухают. Может произойти генерализация болезни, тогда на губах образуются волдыри и начинает выпадать шерсть, а также могут образоваться опухоли на половых органах или возникнуть фимоз (сужение отверстия крайней плоти, препятствующее выходу полового члена). Трепонемоз длится несколько месяцев или лет и нередко заканчивается выздоровлением.

Заболевшие животные должны быть до полного выздоровления исключены из размножения. Для лечения животным необходимо каждые 2 нед давать эритромицин по 10 мг/ кг живой массы орально или местно в виде 1 %-ной мази, двукратно вводят с интервалом в 2 недели в ушную вену 8 %-ный раствор новарсенола по 1 мл/1 живой массы (раствор готовят перед применением), 10 %-ную масляную эмульсию салицилата висмута по 0,7–0,8 мл/кг живой массы внутримышечно, бициллин по 5-15 тыс. ЕД/кг живой массы внутримышечно.

Профилактические мероприятия при спирохетозе кроликов заключаются в обязательном ветеринарном осмотре животных перед случкой. При возникновении болезни в хозяйстве вводят ограничительные мероприятия, проводят дезинфекцию помещений, клеток, инвентаря.

Спирохетоз (трепонемоз) у кроликов

Хроническая инфекционная болезнь, вызываемая спирохетой и характеризующаяся поражением кожи в области наружных половых органов, ануса и других участков тела. Распространен повсеместно.

Спирохетоз (трепонемоз) у кроликов.

Этиология. 

Возбудитель Treponema (Spirochaeta) cuniculi аналогичен возбудителю сифилиса человека, но в отличие от него обладает патогенностью лишь для кроликов и зайцев. Имеет вид гибкой спирали длиной 4—10 мкм с множеством завитков. Размножение происходит поперечным делением.

Спирохетоз (трепонемоз) у кроликов.

Эпизоотологические данные. 

Восприимчивы кролики и зайцы. Источником возбудителя инфекции являются больные кролики. Заражение происходит через наружные половые органы и слизистую оболочку прямой кишки, преимущественно во время полового акта.

Спирохетоз (трепонемоз) у кроликов.

Клинические признаки. 

Инкубационный период от 5 до 123 суток, чаще 20—30. Болезнь начинается гиперемией и отечностью препуция или больших срамных губ, часто отмечается покраснение, отечность и изъязвление прямой кишки. Из пораженных участков выделяется серозно-слизистый или слизисто-гнойный экссудат, содержащий трепонемы. При сильной степени поражения воспаленные участки приобретают красновато синеватую окраску и покрываются корками, под которыми находятся кровоточащие ссадины и язвы. Иногда процесс охватывает и волосистую часть тела (задняя часть туловища вблизи половых органов и ануса, вокруг рта, носа, глаз, ушей). Длится заболевание несколько месяцев и даже лет и часто заканчивается выздоровлением. Заметно обостряется болезнь осенью и зимой.

Спирохетоз (трепонемоз) у кроликов.

Диагноз. 

Устанавливают на основании клинических признаков и микроскопии патологического материала (соскобы с периферии пораженного участка и кровянистая жидкость). Исследуют трепонемы в темном поле микроскопа, с помощью фазово-контрастной микроскопии, при окрашивании по Романовскому — Гимза, импрегнацией серебром по Морозову.

Спирохетоз (трепонемоз) у кроликов.

Лечение. 

Проводят местную терапию пораженных участков. Вводят двукратно с интервалом в две педели в ушную вену 8%-ный раствор новарсенола (готовят перед введением) в дозе 1 мл на 1 кг массы тела. Внутримышечно применяют 10%-ную масляную эмульсию салицилата висмута в дозе 0,7—0,8 мл на 1 кг массы тела или бициллин (суточная доза 5—15 тыс. ЕД на 1 кг массы тела).

Спирохетоз (трепонемоз) у кроликов.

Иммунитет.

После переболевания не вырабатывается.

Спирохетоз (трепонемоз) у кроликов.

Профилактика и меры борьбы. 

Профилактика заключается в осуществлении общих профилактических мероприятий. Перед спариванием кроликов проводят обязательный клинический осмотр. Больных животных к спариванию не допускают, их изолируют и лечат. Тушки при вынужденном убое, шкурки и пух используют без ограничений. Пораженные места вырезают и уничтожают.

В хозяйстве вводят ограничения, проводят тщательную механическую очистку и дезинфекцию 2%-ным раствором формальдегида или едкого натра, 3%-ным раствором лизола, 5%-ным раствором креолина.

ДРУГИЕ ПОХОЖИЕ ЗАПИСИ:

строительство, ремонт, недвижимость, ландшафтный дизайн

12.06.2015

Спирохетоз кроликов — заразное заболевание кроликов, вызываемое спирохетой Treponema cuniculi, передающееся преимущественно половым путём (при случке) и сопровождающееся главным образом рядом патологических изменений со стороны половых органов и прилежащих к ним частей тела.
Возбудитель был установлен в 1912 году и оказался весьма сходным со спирохетой — возбудителем сифилиса у человека.
Спирохетоз описывался под различными названиями, как-то: «спонтанный спирохетоз кроликов», «сифилис кроликов», «заразная половая болезнь кроликов» и др.
Болезнь регистрируется в ряде европейских государств, и Америке и Азии, где наблюдались эпизоотии с большим процентом заболеваемости (до 90%). В России этот спирохетоз был установлен в некоторых кролиководческих хозяйствах.
Экономический ущерб,, причиняемый этой болезнью, определяется невозможностью использования больных животных для воспроизводства поголовья, абортами беременных самок и получением малоустойчивого потомства.

Этиология. Возбудитель — Treponema cuniculi — имеет вид тонкой винтообразной нити длиной 5—15 микронов. У больных животных трепонемы локализуются в поражённых участках тела.
Клиническая картина. Инкубационный период равен 3—4 неделям, но может колебаться, в зависимости от места первичного проникновения возбудителя, в широких пределах (5—123 дня).
В первых стадиях заболевания изменения на половых органах как самца, так и самки наблюдаются в виде гиперемии и отёчности половых губ и препуция, сопровождаемых слизисто-гнойными выделениями, содержащими большое число спирохет. Одновременно или позднее воспалительный процесс обнаруживается в области анального отверстия в форме гиперемии, отёчности и небольших эрозий. В области поражений образуются мелкие струпья, под которыми находятся кровоточащие ссадины. При дальнейшем развитии болезни процесс распространяется и на окружающую волосистую часть кожи, где возникают бородавчатые наросты желтоватого или сероватого цвета. Эти наросты легко снимаются, и тогда под ними обнаруживаются поверхностные ссадины. Иногда кожа поражается и на других частях тела: в области спины, вокруг глаз, на губах. Болезнь протекает хронически м длится месяцами, иногда годами. Кролики в местах поражений испытывают болезненность, теряют в весе, самки не идут в случку. Возможно самовыздоровление. Переболевание не сопровождается выработкой иммунитета.
Болезненный процесс ограничивается поражениями кожи и не влечёт за собой изменений со стороны внутренних органов.
Диагноз ставят на основе клинических данных и микроскопического исследования материала, который собирают из мест поражений. Для этого осторожно соскабливают обеззараженным скальпелем бородавчатый нарост или корочки с мест поражений, а из выступающей кровянистой жидкости делают мазки. Последние обрабатывают обычным способом и исследуют под микроскопом. Для приготовления мазков желательно использовать первые капли жидкости, ибо они заключают большее число спирохет.
Лечение.
Лучшие результаты дают мышьяковистые препараты и новарсенол, последний в дозе 0,06—0,08 на 1 кг живого веса кролика в 5—8% разведении на дестиллированной воде. Раствор, во избежание разложения препарата, приготовляют непосредственно перед его употреблением и вводят в ушную вену кролика. Спирохеты перестают обнаруживаться уже через 24 часа после лечения, а клинические признаки исчезают в течение 12—22 дней. Рецидивов болезни при указанной дозе новарсенола обычно не бывает. Хороший терапевтический эффект даёт также салициловая соль висмута (Bismuthum salicylicum). Она используется в виде 10% эмульсии в масле (прованское, вазелиновое, миндальное) и применяется внутримышечно в дозе 0,05—0,08 эмульсии yа 1 кг живого веса. Можно употреблять также готовый препарат бисмутогви в дозе 0,06—0,09 эмульсии на 1 кг живого веса. Эти препараты действуют медленнее новарсенола, тем не менее болезненные признаки у животных исчезают через 2,5—3,5 недели. Некоторые авторы рекомендуют комбинированный метод лечения — сначала новарсенолом, а затем, спустя 2—3 недели, висмутом.
Профилактика: не допускать больных животных в благополучные по спирихетозу питомники, что достигается закупкой кроликов в хозяйствах, где спирохетоз отсутствует, и поголовным осмотром во время карантина животных, поступивших со стороны. При обнаружении заболевания больных отделяют и подвергают лечению. Кроликов, находившихся в контакте с больными (подозрительные в заражении) в клетках или на выгулах, обрабатывают с профилактической целью указанными специфическими препаратами. Помещения подвергают дезинфекции.


Болезни кроликов: симптомы и профилактика

 

Кератит

 

- заболевание поражает роговицу глаз.  

Симптомы: образование белого пятна на глазе, опухание век, потускнение роговицы, гнойные выделения из глаз.

Лечение: глаза промывают антисептическими средствами и обрабатывают противовоспалительными мазями.

 

Псороптоз

 

- болезнь вызывают мелкие клещи, которые переносятся через частички шерсти или перхоть и поражают уши.

Симптомы: воспаление ушной раковины и образование в ней лопающихся волдырей, зуд в ушах, экзема. 

Лечение: в домашних условиях лечить болезнь не рекомендуется - лучше обратиться за помощью к ветеринару.

 

Рахит

 

- заболевание возникает по причине дефицита витамина D в организме и характерно для молодняка с воспалениями в ЖКТ. 

Симптомы: расстройство пищеварения, судороги, поедание собственного помета, увеличение горба, искривление конечностей.

Лечение: в рацион питания добавляют витамины А и D, ежедневно дают кролику по 2 капли препарата Тривит. 

 

Фасциолез

 

- переносчиками заболевания являются малые моллюски (прудовики).  

Симптомы: отек век, высокая температура, учащенное сердцебиение, выделения желтой слизи из глаз. 

Лечение: кроликам через зонд вводят четыреххлористый углерод в объеме 1-2 мл. Во избежание фасциолеза из рациона животных стоит исключить прудовую траву.

 

Опасные заболевания кроликов

 

В группу опасных для жизни болезней, которым подвержены кролики, входят следующие: 

 

Инфекционная простуда

 

- болезнь провоцируют низкая температура и сквозняки в крольчатнике. 

Симптомы: чихание, высокая температура, отсутствие аппетита, выделение гноя из носа, одышка.

Лечение: заболевшего кролика пересаживают в теплое помещение, закапывают нос антисептическими препаратами, дают противовоспалительные антибиотики. 

 

Кокцидиоз

 

- это заболевание поражает печень и кишечник. Кролики заражаются инфекцией через воду, материнское молоко или корм по причине несбалансированного рациона, большого количества особей в клетке, нарушений санитарно-гигиенических норм питания.

Симптомы: отсутствие аппетита, общая слабость, вздутие живота и взъерошенная шерсть на нем, запор. 

Лечение: применяют препараты Байокс и Соликокс для кроликов.

 

Коликбактериоз

 

- болезнь распространена среди молодняка, источниками заражения которого может выступать инфицированная вода или еда.   

Симптомы: вялое состояние, отсутствие аппетита, потеря веса. 

Лечение: в корм добавляют Левомицетин, Фурагин, Фуразолидон.

 

Миксоматоз

 

- носителями инфекции, вызывающей данное заболевание, являются мыши, крысы, кровососущие насекомые. 

Симптомы: апатия, выделения из глаз, отеки в носу и в ушах, облысение, воспаление половых органов.

Лечение: на данный момент лекарства от миксоматоза не существует. Поэтому заболевшие особи быстро умирают, после чего их сжигают. А здоровых особей забивают на мясо. В качестве профилактики кроликов рекомендуется прививать от миксоматоза. 

их симптомы и как их лечить в домашних условиях

На чтение 14 мин. Просмотров 1.7k. Опубликовано Обновлено

У кроликов иммунная система очень слабая, поэтому эти звери часто болеют. Но есть действенные рекомендации, которые помогут решить проблему с болезнями грызунов практически в любой ситуации. Если владелец решил заводить кроликов, то к этому делу придется отнестись ответственно.

Животное может заболеть по нескольким причинам

Причины болезней кроликов

Будет неразумно, если завести кроликов без изучения информации об особенностях этих грызунов. Нужно знать про содержание, уход, приемлемую температуру в крольчатнике, а главное – о болезнях. Животные заболевают по следующим причинам:

  1. Отсутствие утепления клетки. Перепады температуры, сквозняки могут стать опасными для кролика, поскольку млекопитающее может заболеть простудой. Все дыры и щели в помещении надо закрывать.
  2. Другие грызуны. Из-за проникновения крыс или мышей в крольчатник может распространиться серьезное заболевание. Такие грызуны считаются разносчиками инфекций.
  3. Проветривание жилища. У таких млекопитающих иммунитет слабый, поэтому нужно периодически проветривать крольчатник, иначе иммунная система совсем ослабнет, и животное не сможет сопротивляться бактериям.
  4. Дезинфекция. Грызуны могут заразиться через поилки, грязную воду и другие предметы, поскольку на таких вещах постепенно накапливаются бактерии. Надо дезинфицировать жилище хотя бы 1 раз за 7 дней.
  5. Несбалансированное питание. Различные заболевания возникают из-за нарушенного метаболизма в организме зверька. На это влияет плохое кормление грызуна, что в свою очередь приводит к ослабленному иммунитету.

Внимание! Если кролик заразился инфекцией, то недуг может не сразу проявиться. Но ухудшающее состояние млекопитающего будет сопровождаться определенными симптомами. К тому же одна особь способна заразить все поголовье. В этом случае надо немедленно обращаться в ветклинику.

Заболевшее животное вяло передвигается и постоянно сидит

Виды заболеваний кроликов и советы по их лечению

У здорового кролика не должно быть плохого аппетита, шарикообразного помета черного цвета, выделений из носа и ушей, выпадений шерсти, вялости и мочи с темным оттенком. У нормального кролика шерсть гладкая и яркая.

Заболевшее животное постоянно сидит, вяло передвигается, сильная отдышка, обильное выпадение шерсти, на коже появляются покраснения, раны и гнойники, из носа и ушей выступает гной, живот вздувается. Если здорового кролика попытаться схватить в клетке, то он убежит, а больной будет оставаться на месте и не реагировать на действия человека.

Авитаминоз

Несбалансированное питание с низким содержанием витаминов называют авитаминозом. Если в еде млекопитающего будет недостаточно полезных компонентов, то животное может заболеть. В чем выражается авитаминоз:

  • сухость глаз;
  • кровь в деснах;
  • насморк;
  • отсутствие аппетита;
  • облысение спины;
  • замедленный рост.

Решить проблему можно за счет разнообразия пищи. Грызуну надо давать траву, кормовые смеси, овощи и фрукты вперемешку с искусственными витаминами. Авитаминоз не опасен для жизни.

Миксоматоз

Инфекционное заболевание, которое возникает за счет вирусов штаммов разного рода. Носителями считаются крысы, мыши, кровососущие насекомые. Основные признаки:

  • оттек в ушах и в носу;
  • выделения из глаз;
  • облысение;
  • апатия;
  • воспаление половых органов.

Смерть наступает быстро. Лечение невозможно. Заболевшую особь сжечь. Такое мясо нельзя употреблять. Лекарство не разработано, поэтому заболевание опасно для зверя.

Псороптоз

Psoroptes – это мелкие клещи, поражающие как внешнюю часть ушей, так и внутреннюю. Паразиты переносятся от одной особи к другой через перхоть или частицы шерсти. Как это проявляется:

  • сильный зуд в ушах;
  • воспаление слухового аппарата;
  • возникает экзема;
  • в ушной раковине образовываются волдыри и лопаются.

Самостоятельно справиться с проблемой сложно. Поэтому при такой симптоматике лучше обратиться к ветеринару. Не опасно для жизни.

Кератит

При кератите происходит сильное поражение роговицы глаз. На слизистой оболочке зрительного аппарата образовывается пятно белого цвета. Следующие симптомы:

  • белая точка на глазе;
  • роговица тускнеет;
  • опухание век;
  • гнойное выделение.

На первой стадии заболевания нужно купить антисептические средства и промыть глаз. Также надо обработать глазное яблоко противовоспалительными мазями. Не опасно для жизни.

Рахит

Этому заболеванию подвержены молодые растущие особи, у которых возникают воспаления в ЖКТ. Это происходит, из-за недостатка витамина Д. В основном рахит прогрессирует зимой, когда пища становится однообразной. Признаки:

  • расстройства пищеварения;
  • поедание собственного помета;
  • искривление конечностей;
  • увеличение горба;
  • судороги.

Чтобы восстановить кролику здоровье понадобится разбавить рацион питания витаминами А и Д. Кроме этого давать «ушастому» Тривит по 2 капли ежедневно. Не опасно для жизни.

Разносчиками гельминтов являются куры, кошки, собаки

Глисты

Разносчиками гельминтов считаются куры, собаки и кошки. Массовое заражение может произойти, если в крольчатнике и на месте выгула не соблюдаются санитарные условия. Симптоматика:

  • частое мочеиспускание;
  • жажда;
  • быстрое похудение;
  • слизь в помете;
  • облысение.

Против глистов поможет суспензия Шустрик, Альбендазол, Левамизол 10%. Народное лечение: отвары из хвои, полыни и семян тыквы вовнутрь. Не опасно для жизни, если заняться своевременным лечением.

Дерматикоз

Это грибок, поражающий кожу и шерсть животного. Заразиться «ушастый» может из-за грязной клетки. Основные симптомы, на которые стоит обратить внимание:

  • выпадение шерсти возле ушей;
  • зуд;
  • шелушение кожи;
  • покраснение пораженных участков с выделением сукровицы.

Лечение недуга: шерсть на гниющих местах удалить, на раны нанести противогрибковые средства, это может быть гель или мазь. Лучшие препараты – Фенистил, Канестин и Суролан. Не опасно для жизни.

Колибактериоз

Палочковидная бактерия зачастую поражает молодняк. Заразиться кролик может от своих собратьев или через инфицированную воду или еду. Признаки:

  • апатия;
  • вялость;
  • отсутствие аппетита;
  • потеря веса.

Чтобы избежать этого, нужно провести профилактические меры: добавлять в корм Фурагин, Фуразолидон, Левомицетин. Дозировку назначит ветеринар. Опасно для жизни.

При заболевании глаз обязательно обратитесь к врачу

Глаукома и катаракта

Это глазное заболевание сопровождающееся нарушенным внутриглазным давлением. Нельзя при катаракте заниматься самостоятельным лечением, это чревато потерей зрительного аппарата. Симптомы:

  • помутнение хрусталика;
  • покраснение глаза;
  • образование белого пятна с синим оттенком.

Животное редко заболевает инфекционным путем. В основном недуг старческий. Ветеринар на запущенной стадии обычно удаляет глаз хирургическим путем. На начальном этапе болезни грызуна назначают Рибофлавин, йодированные препараты, Аскорбиновую Кислоту для приема вовнутрь. Для закапывания используют Квинакс. Не опасно для жизни.

Спирохетоз

Этой инфекцией кролики заражаются через пищу или половым путем. Главными признаками спирохетоза считается следующее:

  • половые органы отекают;
  • язвы на гениталиях;
  • низкая плодовитость;
  • выделение.

Лечат спирохетоз раствором натра и антибактериальными препаратами, которые должен прописать ветеринар. Перед случкой гениталии кроликов нужно проверить. Опасно для жизни, требуется немедленное лечение.

Инфекционный стоматит

Молодые кролики возрастом от 20 до 90 дней постоянно болеют инфекционным стоматитом. Если у грызуна появились такие симптомы, то стоит немедленно принять меры:

  • губы, нос, язык становятся красными;
  • обильное выделение слюны;
  • на пораженных участках появляются язвы;
  • шерсть выпадает.

При инфекционном стоматите надо сразу обратиться за помощью к ветеринару. Специалист пропишет антибактериальные мази и гели, которые нужно нанести на раны. Не опасно для жизни.

Инфекционная простуда

Из обычной простуды может возникнуть воспалительный процесс в легких. Происходит такое из-за низкой температуры и сквозняков в помещении. Симптомы:

  • высокая температура;
  • отдышка;
  • гной из носа;
  • чихание;
  • плохое глотание корма;
  • отсутствие аппетита.

Кролика из вольера переместить в теплое помещение, закапать нос антисептиками, обеспечить хорошим питанием и дать противовоспалительные антибиотики. Опасно для жизни.

Споры лишая передаются через других животных

Экзофтальм

Это воспаление глазницы, возникающее из-за плохого стачивания зубов у кролика. Инфекция попадает в глаз и деформирует его до той степени, пока зрительный аппарат не сместится вперед. Признаки:

  • слизистая глаза засыхает;
  • в роговице возникает ксеротическая язва;
  • глаз становится выпученным.

Излечить экзофтальм можно только путем удаления зрительного аппарата. Но самостоятельно нельзя заниматься такой процедурой. В этом поможет ветеринар. Не опасно для жизни.

Клещи и стригущий лишай

Споры лишая в основном передаются через домашних животных. Поэтому кроликов надо огораживать от кур, кошек и собак. Внешние признаки недуга:

  • красные пятна диаметром 2 см;
  • ломкая шерсть;
  • зуд.

Для лечения используют антибиотик Гризеофульвин. На 1 кг массы приходится 20 мг лекарства. Средство добавляют в корм. Не опасно для жизни.

Фасциолез

Заболевание переносится через прудовика (малый моллюск). Симптомы недуга у кролика выражаются в следующем:

  • высокая температура;
  • частое сердцебиение;
  • выделение из глаз желтой слизи;
  • оттек век;
  • частичное облысение.

Чтобы избежать фасциолеза надо не давать в пищу прудовую траву. Для лечения животного используют введение внутрь четыреххлористого углерода через зонд объемом 1-2 мл. Не опасно.

У вашего питомца повышалась температура?Poll Options are limited because JavaScript is disabled in your browser.

Туляремия

Возбудители инфекции – бактерии Francisella tularensis. Паразиты попадают через слюну, комаров, корм и воду. Сначала микроорганизмы попадают в кровь, а затем разрушают ткани внутренних органов и легкие. Симптоматика:

  • выделения жидкости из носа;
  • высокая температура;
  • воспаление лимфоузлов;
  • быстрое похудение;
  • судороги.

Если на первых стадиях заболевания применить Левомицетин и Тетрациклин, то животное можно излечить. Опасно для жизни.

Кокцидоз

Это инвазионный тип болезни. Возбудитель инфекции распространяется в протоках печени и ЖКТ. Кокцидозом часто заражается молодняк. Такие бактерии размножаются в плохо убранных помещениях, испортившемся корме. Симптоматика:

  • диарея;
  • вздутие живота;
  • истощение;
  • судороги.

Для лечения применяют йод 2 мл на 1 л воды или препарат Сульфаниламид. Однако при частом употреблении лекарства иммунитет привыкнет, и действие Сульфаниламида станет не эффективным. Опасно для жизни.

Ринит

Заболевание носа может возникнуть из-за сквозняков, травмы, пыли, аллергии, инфекции. У кролика текут сопли и он постоянно чихает. Симптомы:

  • покраснение носа;
  • выделения из ноздрей желтого цвета;
  • на щеках образуется гной;
  • отказ от пищи;
  • потеря веса;
  • высокая температура;
  • хриплое дыхание.

Самостоятельная диагностика животного вряд ли чем-то поможет. Лучше обратиться к ветеринару и не доводить ситуацию до запущенной стадии. Но на первых этапах ринита используется Формалин 3%. Опасно для жизни, если не заняться своевременным лечением.

Есть несколько причин поноса у животного

Если у кролика запор

Различные возбудители могут размножаться в грязной посуде для корма или питья. Поэтому требуется регулярная чистка чашек. Внешние признаки недуга:

  • метеоризм;
  • жидкий помет;
  • апатия;
  • отсутствие аппетита.

Чтобы вылечить «ушастого» понадобится внутреннее введение Синтомицина на 1 кг массы 20 мг. Процедуру повторять 5 дней. Опасно в обостренной форме.

Понос: почему возник и что делать

У кроликов понос может появиться из-за разных обстоятельств, начиная от некачественного корма и заканчивая грязной клеткой. Основные причины:

  • испорченная, заплесневелая или кислая еда;
  • образование гельминтов;
  • отсутствие санитарных условий;
  • повреждение ЖКТ вредными растениями;
  • кокцидоз;
  • различные инфекционные возбудители.

При первичных признаках диареи надо быстро обратиться к ветеринару. Если состояние грызуна плохое, то специалист сделает укол с раствором Байтрила с дозировкой 0,2 мл.

Какие болезни кроликов могут быть опасны для человека

Кроме распространения инфекций среди поголовья недугом может заразиться и человек. Самыми основными заболеваниями считаются листериоз, цистицеркоз, пастереллез, чесотка, фасциолез, туляремия. Кратко об инфекциях:

  1. Листериоз. Листерии – эти микробы опасны для человека и заболевание протекает в хронической, острой и сверхострой форме. При листериозе наступает паралич задних конечностей. Заболевшая беременная самка погибает, а ее плод разлагается. Для лечения болезни лекарств не придумали, поэтому все поголовье уничтожают.
  2. Цистицеркоз. Эта болезнь также опасна для человека. Вредоносные микробы размножаются во всех внутренних органах, но в основном на сальнике, в печени и кишечнике. Цистицеркоз определяют только вскрытием.
  3. Пастереллез. Опасные паразиты для человека. Болезнь протекает в атипичной и типичной форме. Пастереллы проникают в кровеносную систему животного, и гибель наступает через 2 дня. Типичная форма не излечима.
  4. Чесотка. Это заболевание передается через клещей. Насекомое впивается в кожу, что вызывает сильный зуд. Чесотка проявляется в виде мелких ран, покраснений, припухлостей на коже. На завершающей стадии болезни появляются волдыри, из которых вытекает жидкость. Насекомых удаляют пинцетом, а кожу обрабатывают скипидаром.
  5. Фасциолез. Болезнь проявляется в виде отдышки, учащенного пульсирования, оттека век, вздутием живота и высокой температуры. Инфекция передается человеку, и процесс может проходить как в хронической, так и в острой форме.
  6. Туляремия. Инфекцию распространяют вши, клещи, мухи и комары. Болезнь тяжело обнаружить, поскольку недуг протекает в скрытой форме. Но если животное находится в инфицированном состоянии некоторое время, то лимфатические узлы увеличиваются, оттекают и покрываются гнойниками. Вирус также опасен для человека.

Внимание! Контактировать с больным кроликом не стоит, если на руках нет перчаток, желательно резиновых. Поскольку человек рискует заразиться инфекцией. Также после контакта обязательно промыть руки с мылом несколько раз.

Всех болезней можно избежать, придерживаясь определенных правил

Профилактика болезней кроликов

Кролика можно максимально обезопасить от опасных заболеваний, если прибегнуть к правильной профилактике. Какие существуют меры и правила:

  1. Купленных кроликов надо располагать отдельно друг от друга на протяжении трех недель.
  2. Требуется вакцинация для каждой особи.
  3. Если один из грызунов заболел, то его надо отселить отдельно от остальных.
  4. Часто обрабатывать жилище кроликов хлоркой и креолином.
  5. Поилки и кормушки чистить ежедневно.
  6. В крольчатнике влажность и сквозняки недопустимы.
  7. Обезопасить животных от крыс и мышей.

Многих заболеваний можно избежать, если придерживаться основных правил профилактики. Если в лечении таких млекопитающих опыта мало, то не стоит самостоятельно организовывать процедуры. В этом поможет ветеринар.

Важно! Любое заражение немедленно предотвращается, иначе погибнет все поголовье, поскольку болезнь может быстро распространиться на всех «ушастых» обитателей.

Правильное содержание: уход, содержание и чистота превыше всего

Есть две категории кроликов: хозяйственные и декоративные. Для разведения кроликов под мясо можно применять клетки, ямы, сараи, выпасное содержание, вольеры. Декоративных грызунов всегда заселяют в квартире. Это обусловлено тем, что декоративные кролики не смогут выжить в условиях улицы, и они быстро заболеют.

Хозяйственных грызунов разводят в отдельных помещениях и даже на улице практически под открытым небом, иногда строят навесы, чтобы звери укрывались от дождя. В странах СНГ используют клеточный способ содержания, сооружая вольеры-крольчатники. Это удобно, поскольку можно контролировать каждую особь, располагая их отдельно, друг от друга – это эффективно, если один из грызунов заразится.

На каждого «ушастого» надо выделять 4-5 м.кв. помещения – особенно это касается крольчих с потомством. А в тесноте животные могут заболеть и погибнуть. Нормальная температура в помещении 15 градусов. Не допускается переохлаждение жилища.

Чтобы вырастить здоровых кроликов потребуется регулярная уборка клеток. Влажной тряпкой без использования химии протирать углы, пол и стенки. Всегда обеспечивать животных чистой водой и разными кормами. Сделать всему поголовью прививки от потенциальных эпидемий. Уделять особое внимание шерсти, ногтям и зубам.

Важно! Чистота жилища для кроликов – это гарантия безопасности от разных болезней. Поэтому вольеры чистят каждые 3 дня, а в закрытом помещении убирают ежедневно. Поилки и кормушки должны быть чистыми каждый день.

Своевременная вакцинация – от чего, когда и чем?

Для кроликов бешенство, ВГКБ и миксоматоз считаются самыми опасными инфекциями. Особи могут заболеть этими недугами в любое время. Источниками таких болезней считаются комары, крысы, мыши и блохи. Если одна особь заболела, то вскоре будет неминуема гибель поголовья. О вакцинациях:

  1. ВГБК. В народе болезнь называют чумкой. После заражения одного кролика произойдет гибель 70% особей. Инфекция передается через грунт и помет. Симптомы выражаются кровоизлияниями во внутренних органах, животное вялое или совсем не передвигается. Прививают кроликов в возрасте от 45 дней. Через 12 недель процедуру повторяют.
  2. Бешенство. Ушастые питомцы редко заражаются этой инфекцией. Болезнь передается через укусы и слюну. Больное животное выделяет много слюны и отказывается от воды. Первая инъекция вводится в возрасте 2.5 мес. Повторная прививка делается через год.
  3. Листериоз. В основном недугом страдают самки. Симптомы: апатия и потеря аппетита. Если одна особь заболела, то прививки надо сделать всему поголовью. А заболевшую крольчиху посадить на карантин.
  4. Сальмонеллез и пастереллез. Инфекция возникает из-за плохого содержания и ухода за кроликами. Декоративные виды редко болеют этими недугами. Симптомы: отказ от еды, слезливость, высокая температура, лихорадка и диарея. Прививку делают в раннем возрасте. В случае заболевания одной особи все поголовье отделяют друг от друга.

Внимание! Недопустимо прививать беременных самок, иначе родится больное потомство. Чтобы обезопасить крольчиху от вирусов, ей нужно провести вакцинацию от основных инфекций за пару недель перед вязкой.

Болезни кроликов

 

Заключение

Обезопасить «ушастого» от всех заболеваний можно, если придерживаться элементарных правил. Не стоит игнорировать походы к ветеринару, поскольку это усугубит ситуацию и животное может умереть. При первых странных признаках или неестественного поведения кролика надо обратиться за помощью к специалисту.

Спирохетоз | Rusfermer.com

Возбудитель болезни распространяется больными кроликами с истечением из половых органов и отпадающими корками, а также через зараженные ими подстилку, клетки, инвентарь. Чаще всего кролики заражаются при случке, а также при контакте с больными и загрязненными их выделениями предметами. Восприимчивы к заболеванию только кролики и зайцы.

Признаки болезни появляются через 5—123 дня после заражения: отмечаются покраснение и отечность наружных половых органов, а у самок нередко и кожи вокруг заднепроходного отверстия. Из половых органов, а иногда и из прямой кишки выделяется слизисто-гнойная жидкость. Затем на пораженных местах образуются небольшие узелки, превращающиеся в кровоточащие язвы, которые покрываются корками. При сильном поражении в ряде случаев наблюдается ущемление полового члена у самцов и закрытие половой щели у самок. Иногда на различных участках кожи, чаще всего около губ или век, образуются бородавчатые разращения величиной с 3-копеечную монету. Заболевание может длиться несколько лет, часто заметно не нарушая общего состояния больных животных; периодически признаки его могут исчезать, а затем, при неблагоприятных условиях (чаще всего зимой), появляться вновь. На вскрытии, кроме описанных изменений половых органов и кожи, нередко обнаруживают воспаление лимфатических узлов, преимущественно паховых

Лечение. Всем больным, подозрительным по заболеванию и подозреваемым в заражений кроликам вводят в ушную вену 8%-ный раствор новарсенола или ново-сальварсана в дозе 0,1 мл на каждые 100 г веса кролика. Через 14 дней лечение повторяют Хорошие результаты дает также двукратное (с промежутком 14 дней) внутримышечное введение стерильной 10%-ной эмульсии салицилового висмута в оливковом, подсолнечном или прованском масле в дозе 0,07—0,08 мл на каждые 100 г веса кролика. После лечения кролика нужно пересадить в чистую продезинфицированную клетку, а ту, в которой он находился, тщательно очистить и продезинфицировать.

Профилактика осмотр половых органов кроликов перед каждой случкой.

Срок ограничительных мероприятий 30 дней. Мясо и шкурки, полученные от больных кроликов, после удаления -пораженных мест используют без ограничений.

Лучшие дезинфицирующие средства: 1— 2%-ный раствор формалина или едкого натрия, 5%-ный креолина.

Клинический курс и лечение венерического спирохетоза у новозеландских белых кроликов.

Br J Vener Dis. 1984 Aug; 60 (4): 214–218.

Эта статья цитируется в других статьях в PMC.

Abstract

За два года у новозеландских белых кроликов было зарегистрировано десять спорадических случаев венерического спирохетоза, вызванного Treponema paraluis-cuniculi. Пострадало одинаковое количество мужчин и женщин. У женщин клинические признаки обычно мягче, чем у мужчин. Поражения обычно обнаруживались на крайней плоти у мужчин и на вульве у женщин, хотя также были затронуты анус и кожа промежности.Поражения на лице были редкими. У кроликов, получавших пенициллин, повреждения зажили за 7–28 дней. Когда болезнь была впервые диагностирована, у восьми кроликов были обнаружены реактивные антитела в лаборатории исследования венерических заболеваний (VDRL), тесты быстрого реагирования плазмы (RPR) и флуоресцентные трепонемные антитела (FTA-ABS). У нескольких кроликов, за которыми наблюдали продольно, результаты теста RPR стали отрицательными через два-четыре месяца после лечения антимикробными препаратами, титры антител к VDRL уменьшились, но обычно сохранялись на низких уровнях, в то время как антитела FTA-ABS снижались медленно и все еще проявлялись через 12 месяцев после лечения.

Полный текст

Полный текст доступен в виде отсканированной копии оригинальной печатной версии. Получите копию для печати (файл PDF) полной статьи (588K) или щелкните изображение страницы ниже, чтобы просмотреть страницу за страницей. Ссылки на PubMed также доступны для Избранные ссылки .

Избранные ссылки

Эти ссылки находятся в PubMed. Это может быть не полный список ссылок из этой статьи.

  • Спарлинг ПФ.Диагностика и лечение сифилиса. N Engl J Med. 1971 25 марта; 284 (12): 642–653. [PubMed] [Google Scholar]
  • Канлифф-Бимер Т.Л., Фокс Р.Р. Венерический спирохетоз кроликов: искоренение. Lab Anim Sci. 1981 августа; 31 (4): 379–381. [PubMed] [Google Scholar]
  • Люкхарт С.А., Бейкер-Зандер С.А., Ллойд Р.М., Селл С. Влияние введения кортизона на отношения паразит-хозяин при раннем экспериментальном сифилисе. J Immunol. 1981 Октябрь; 127 (4): 1361–1368. [PubMed] [Google Scholar]
  • Lukehart SA, Baker-Zander SA, Sell S.Характеристика реактивности лимфоцитов при раннем экспериментальном сифилисе. I. Ответ in vitro на митогены и антигены Treponema pallidum. J Immunol. 1980 Янв; 124 (1): 454–460. [PubMed] [Google Scholar]
  • Канлифф-Бимер Т.Л., Фокс Р.Р. Венерический спирохетоз кроликов: эпизоотология. Lab Anim Sci. 1981, август; 31 (4): 372–378. [PubMed] [Google Scholar]
  • Канлифф-Бимер Т.Л., Фокс Р.Р. Венерический спирохетоз кроликов: описание и диагностика. Lab Anim Sci. 1981 августа; 31 (4): 366–371.[PubMed] [Google Scholar]
  • MILLER JN, FAZZAN FP, WHANG SJ. ИССЛЕДОВАНИЯ ИММУНИТЕТА ПРИ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОМ СИФИЛИСЕ. II. АНТИТЕЛЫ TREPONEMA PALLIDUM IMMOBILIZATION (TPI) И ИММУННЫЙ ОТВЕТ. Br J Vener Dis. 1963 Сен; 39: 199–203. [Бесплатная статья PMC] [PubMed] [Google Scholar]
  • Овчинников Н.М., Корбут С.Е., Беднова В.Н., Тимченко Г.Ф., Милонова Т.И. Отдаленные результаты лечения пенициллином ранних и поздних форм сифилиса у кроликов. Br J Vener Dis. 1973 Октябрь; 49 (5): 413–419. [Бесплатная статья PMC] [PubMed] [Google Scholar]
  • MILLER JN. ПОЯВЛЕНИЕ И УСТОЙЧИВОСТЬ АНТИТЕЛ VDRL, RPCF и TPI ВО ВРЕМЯ ТЕЧЕНИЯ И ЛЕЧЕНИЯ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОГО СИФИЛИСА У КРОЛИКОВ. J Invest Dermatol. 1964 Май; 42: 367–371. [PubMed] [Google Scholar]
  • Овцинников Н.М., Делекторский В.В. Влияние кристаллического пенициллина и бициллина-1 на экспериментальный сифилис у кроликов. Электронно-микроскопическое исследование. Br J Vener Dis. 1972 Октябрь; 48 (5): 327–341. [Бесплатная статья PMC] [PubMed] [Google Scholar]
  • COLLART P, BOREL LJ, DUREL P. ЗНАЧЕНИЕ СПИРАЛЬНЫХ ОРГАНИЗМОВ, ОБНАРУЖЕННЫХ ПОСЛЕ ЛЕЧЕНИЯ, В ПОЗДНЕМ СИФИЛИСЕ ЧЕЛОВЕКА И ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОМУ СИФИЛИСУ.Br J Vener Dis. 1964 июн, 40: 81–89. [Бесплатная статья PMC] [PubMed] [Google Scholar]

Статьи из Британского журнала венерических заболеваний любезно предоставлены Издательской группой BMJ


Treponema cuniculi

Что заставило меня выбрать такой отвратительный организм? Это началось в шутку - я делаю презентацию на День святого Валентина, так что я выберите ЗППП. Тогда это стало вопросом будущего профессионала - а что? придут ли мои будущие клиенты? Я очень мало знал о животных ЗППП и подумал, что было бы интересно изучить это.

Treponema cuniculi очень близка к тому же сифилису который влияет на людей, T . паллидум . Т . куникулы не является зоонозным для человека, но T . pallidum может заразить кролики с похожими симптомами. Оба спирохеты, спиралевидные. бактерии, окрашивающие грамотрицательные. Хотя они не грамположительны, они все еще поддаются лечению формами пенициллина из-за различий в их клеточных стенках по сравнению с другими грамотрицательными микробами.Симптомы включают поражения вокруг лица и области гениталий, которые развиваются внутри 3-6 недель воздействия. Даже с лечением это может занять 2-3 месяца. чтобы иммунная система полностью ответила. При отсутствии лечения кролики могут оставаться носителями после исчезновения симптомов. Также обширная длительная инфекция может привести к бесплодию.

Т . cuniculi распространяется двумя путями: половым путем. и переходящий от матери к потомству.Заводчики часто используют доллар обмен с другими селекционерами для поддержания генетического разнообразия. Тем не мение, они также могут распространять этот кроличий сифилис, также известный как вентиляционный заболевание или венерический спирохетоз.

Для подтверждения наличия этого заболевания существует несколько вариантов. для сегодняшнего ветеринара. Есть антигенная «карта» тесты, содержащие все реагенты, необходимые для запуска теста.Другой вариант - отправить около 0,25 мл сыворотки на любое количество диагностических лаборатории, которые будут выполнять анализ ELISA для определения наличия спирохета. Также микробы можно брать с кожи или лимфатические узлы и визуализируются с помощью микроскопии темного поля или серебряного пятно.

Судя по всему, исследователи изучали возможность использования T . cuniculi , чтобы вызвать эффективный иммунный ответ при вакцинации против Т . pallidum у человека. Они нашел добровольца, который позволил им ввести ему живую Т . cuniculi в одной руке и убитый штамм в другая рука в качестве контроля. У добровольца появились небольшие пятна эритемы, убитому штамму требуется около пяти дней для очистки, в то время как живой Для устранения штамма потребовалось 24 дня. Из-за медленного иммунного ответа добровольцем, исследователи не считали вакцинацию жизнеспособной вариант в это время.Никакого обсуждения силы или слабости обсуждалась индивидуальная система волонтера.

Микроорганизмы повсюду, одни приносят пользу, другие скорее паразиты. Многие исследования посвящены тем, кто микробы, наносящие вред человеку. Однако я думаю, что важно также бороться с теми, кто поражает других животных, так как их упадок может повлиять наши запасы продуктов питания и, в большем масштабе, наша экономическая система.

Артикул:

Бейкер Д. Природные патогены лабораторных мышей, крыс и кроликов и их влияние на исследования. Обзоры клинической микробиологии; 1998, 11 (2): 231-266.

Graves S, Downes J. Экспериментальное заражение человека вирулентным вирусом кролика. Treponema paraluis-cuniculi. Британский журнал венерических заболеваний; 1981, 57 (1): 7-10.

Харкнесс Дж.Биология и медицина кроликов и грызунов. Филадельфия: Леа и Фебигер; 1977, 115 с.

Ветеринарное руководство Merck - онлайн-издание. Трепонематоз. Имеется в наличии через интернет:
(http://www.merckvetmanual.com).

Шталь Р. Болезнь дыхательных путей кроликов (сифилис) или ожог Хатча? Имеется в наличии через интернет:
(http://islandgems.net).

ПРАЙМ PubMed | Венерический спирохетоз кроликов: искоренение

Abstract

Венерический спирохетоз кроликов, вызываемый Treponema cuniculi, наблюдается с 1940-х годов в колонии кроликов, содержащейся в лаборатории Джексона.Лечение отдельных кроликов с очевидными клиническими поражениями с использованием продукта, содержащего кристаллический пенициллин и дигидрострептомицин, вызывало заживление поражений, но в колонии сохранялся венерический спирохетоз. Контролировали клинические и серологические реакции кроликов, получавших три подкожные инъекции бензатин пенициллина G-прокаина пенициллина G (42 000 или 84 000 МЕ / кг массы тела в неделю) с 7-дневными интервалами. Обе дозы оказались эффективными. Поражения зажили в течение 2 недель после первого лечения.Титры быстрых реактивов плазмы заметно снизились или исчезли к шестой неделе после первой обработки. На основании вышеуказанных выводов и результатов предыдущих эпизоотологических исследований была успешно проведена программа по искоренению венерического спирохетоза в этой энзоотически инфицированной колонии.

Типы публикаций

Статья журнала

Поддержка исследований, за пределами США. Gov't

Research Support, U.S. Gov't, P.H.S.

Citation

Cunliffe-Beamer, T. L., и Р. Р. Фокс. «Венерический спирохетоз кроликов: искоренение». Лаборатория зоотехники, т. 31, нет. 4, 1981, стр. 379-81.

Канлифф-Бимер TL, Fox RR. Венерический спирохетоз кроликов: искоренение. Лаборатория Анимационных наук . 1981; 31 (4): 379-81.

Канлифф-Бимер Т. Л. и Фокс Р. Р. (1981). Венерический спирохетоз кроликов: искоренение. Лаборатория зоотехники , 31 (4), 379-81.

Канлифф-Бимер TL, Fox RR. Венерический спирохетоз кроликов: искоренение. Lab Anim Sci. 1981; 31 (4): 379-81. PubMed PMID: 6895536.

TY - JOUR Т1 - Венерический спирохетоз кроликов: искоренение. AU - Канлифф-Бимер, Т. Л., AU - Fox, R R, PY - 1981/8/1 / pubmed PY - 1981/8/1 / medline PY - 1981/8/1 / entrez SP - 379 EP - 81 JF - Лаборатория зоотехники JO - Лаборатория анимационных наук ВЛ - 31 ИС - 4 N2 - Венерический спирохетоз кроликов, вызываемый Treponema cuniculi, наблюдается с 1940-х годов в кроличьей колонии, содержащейся в лаборатории Джексона.Лечение отдельных кроликов с очевидными клиническими поражениями с использованием продукта, содержащего кристаллический пенициллин и дигидрострептомицин, вызывало заживление поражений, но в колонии сохранялся венерический спирохетоз. Контролировали клинические и серологические реакции кроликов, получавших три подкожные инъекции бензатин пенициллина G-прокаина пенициллина G (42 000 или 84 000 МЕ / кг массы тела в неделю) с 7-дневными интервалами. Обе дозы оказались эффективными. Поражения зажили в течение 2 недель после первого лечения.Титры быстрых реактивов плазмы заметно снизились или исчезли к шестой неделе после первой обработки. На основании вышеуказанных выводов и результатов предыдущих эпизоотологических исследований была успешно проведена программа по искоренению венерического спирохетоза в этой энзоотически инфицированной колонии. SN - 0023-6764 UR - https://neuro.unboundmedicine.com/medline/citation/6895536/venereal_spirochetosis_of_rabbits:_eradication_ L2 - https://medlineplus.gov/sexuallytransmitteddiseases.html БД - ПРЕМЬЕР DP - Unbound Medicine ER -

Спирохетоз кишечника человека в Японии; заболеваемость, клинико-патологические особенности и генотипическая идентификация

Наше исследование показало, что частота кишечного спирохетоза человека в Японии равна 0.4% на основании анализа серии образцов толстой кишки за 1 год в одном институте. Эта заболеваемость намного ниже по сравнению с предыдущими отчетами из западных и развивающихся стран. 3 Соотношение полов было 17: 3 с преобладанием мужчин, что согласуется с предыдущими отчетами. 3 В большинстве случаев спирохетоз кишечника не проявляется макроскопически или эндоскопически распознаваемыми поражениями и обычно диагностируется только гистологически. Гистологические признаки кишечного спирохетоза характеризуются наличием спирохетальных микроорганизмов, прикрепленных к поверхности слизистой оболочки кишечника, обычно без сопутствующей воспалительной реакции.Как правило, они имели характерную «голубую пушистую бахрому». Не следует путать голубую кайму с базофильным муцином на поверхности слизистой оболочки. Хотя спирохеты обычно распознаются в образце гематоксилин-эозин, их легко упускать из виду из-за их небольшого размера и незаметной воспалительной реакции. Хотя частота кишечного спирохетоза человека (0,4%) в Японии низкая по сравнению с другими странами, мы можем столкнуться со спирохетозом кишечника человека с частотой 1/250 колоректальных проб. Мы полагаем, что большинство случаев кишечного спирохетоза человека игнорируются в Японии, где эта сущность менее известна. Фактически, только два из 11 случаев кишечного спирохетоза были первоначально диагностированы гистологически.

Для подтверждения диагноза используются специальные окрашивания, такие как окраска Вартина – Старри или окраска серебром Штейнера. Однако эти окрашивания требуют свежих растворов серебра и не всегда воспроизводимы в зависимости от навыков исполнителя. Иммуноокрашивание анти- T.pallidum - это простой воспроизводимый метод идентификации спирохетальных организмов, который, по-видимому, редко распознается. В этом исследовании мы показали, что антитело T. pallidum специфически перекрестно реагирует со спирохетами с помощью иммуноэлектронного микроскопического исследования, что дополнительно подтверждает диагностическую ценность этой процедуры. Мы подчеркиваем полезность антитела против M. bovis , которое более доступно и обеспечивает четкое окрашивание кишечных спирохет.

Спирохетоз кишечника человека вызывают по крайней мере два вида спирохет: B. aalborgi и B. pilosicoli. Первое преобладает среди западных людей, тогда как второе преобладает преимущественно в менее развитых странах и среди мужчин-гомосексуалистов. 3 Однако было проведено мало надежных исследований в отношении распространенности этих видов, потому что для обнаружения этих организмов в человеческих фекалиях использовался метод культивирования, а B. aalborgi трудно культивировать из-за его требовательных требований к росту и медленного роста. рост. B. pilosicoli легче культивировать и поэтому выявляется чаще. 11 Тот факт, что B. pilosicoli был выделен только из 50% гистологически очевидных образцов кишечного спирохетоза человека, предполагает, что другие виды, включая B. aalborgi , могут участвовать в культурально-отрицательном кишечном спирохетозе человека. 11 В этом исследовании мы применили ПЦР-амплификацию к ДНК, выделенной из залитых парафином тканей, для обнаружения этих двух штаммов спирохет, поскольку этот метод не зависит от эффективности культивирования. В целом, B. aalborgi был преобладающим видом, обнаруженным у японских пациентов с гистологическими доказательствами кишечного спирохетоза человека, тогда как инфекция B. pilocicoli была относительно редкой при двойном инфицировании обоими видами. Этот результат согласуется с вышеизложенными исследованиями распространенности видов B. aalborgi в Австралии ( B. aalborgi : 85,7%, B. pilocicoli : 14,3%) и Норвегии ( B. aalborgi : 100). %, Б.pilocicoli : 0%) путем ПЦР-амплификации ДНК из образцов биопсии. 12 Два случая двойного заражения обоими видами были описаны одними и теми же авторами. 12 Мы не можем получить продукты ПЦР гена nox для B. pilosicoli . Поскольку сообщается, что ген nox менее консервативен, чем 16S рРНК в кишечных спирохетах 10 , а внутривидовая вариация нуклеотидов nox не была полностью выяснена, возможно, что сконструированные пары праймеров могут не обнаруживать все штаммы B. Пилосиколи .

Клиническое значение кишечного спирохетоза человека до сих пор остается спорным. Их рассматривают как непатогенные комменсалы или как часть нормальной флоры, поскольку в большинстве случаев они протекают бессимптомно. Таким образом, когда диагноз кишечного спирохетоза человека подтверждается, клиницисты обычно проводят политику «выжидания». 3 Тем не менее, несколько случаев кишечного спирохетоза человека связаны с клиническими симптомами, такими как диарея, боль в животе и ректальное кровотечение. 13 Некоторые из недавних исследований подтверждают его связь с желудочно-кишечными симптомами, потому что такие симптомы были устранены с помощью терапии антибиотиками. 14 В настоящем исследовании девять из этих 20 случаев были симптоматическими; однако в большинстве случаев эти симптомы можно объяснить сосуществующими поражениями, такими как распространенный рак толстой кишки, полипы толстой кишки, язвенный колит и амебиаз, за ​​исключением трех пациентов (случаи 12, 15 и 18). Эти три случая сопровождались воспалительной реакцией от легкой до тяжелой (Случай 12: тяжелый, Случай 15,18: легкий).Что касается корреляции со спирохетами, один (ВИЧ-положительный) из этих трех пациентов был инфицирован обоими штаммами спирохет B. aalborgi и B. pilosicoli .

В целом, B. aalborgi считается непатогенным комменсалом, а B. pilosicoli - условно-патогенными микроорганизмами. Экспериментально сообщалось, что штаммы B. pilocicoli , выделенные из фекалий человека, вызывают водянистую слизистую диарею у свиней. 15 Кроме того, B. pilocicoli был выделен из крови тяжелобольных пациентов. 16 Эти данные подтверждают патогенный потенциал B. pilocicoli . С другой стороны, Trivett-Moore et al 11 утверждают, что нет очевидной связи между инфекцией, вызываемой видами B. pilocicoli , и клиническими симптомами. В этом исследовании были обнаружены три случая инфицирования B. pilocicoli (случаи 12, 14 и 16). Поскольку это число слишком мало, чтобы прояснить клиническое значение инфекции, вызванной B. pilocicoli , требуется дальнейшее исследование.

В случае 1 методом иммуноэлектромной микроскопии кишечные спирохеты были обнаружены не только на поверхности клеток, но и в цитоплазме дегенерированных клеток. Ранее считалось, что спирохеты не проникают через поверхностный эпителий. Однако недавние исследования продемонстрировали, что инвазивные спирохеты проникают в эпителиальные клетки, собственную пластинку, макрофаги и даже в клетки Шванна. 17, 18, 19 Кроме того, сообщалось о заметном увеличении продуцирующих IgE плазматических клеток в собственной пластинке слизистой оболочки и интраэпителиальных тучных клетках, что свидетельствует о тесной ассоциации иммунной реакции немедленного типа со стороны хозяина. 20 Körner et al 21 постулирует, что инвазивный спирохетоз кишечника человека с выраженной воспалительной реакцией связан с клиническими симптомами. Однако клиническое значение «минимального» инвазивного кишечного спирохетоза человека без выраженного воспаления, как показано в случае 1, не было окончательно интерпретировано.ВИЧ-инфицированный пациент случая 11 обратился с жалобами на кровавый стул, при эндоскопическом обследовании обнаружены множественные язвы. Гистологически наблюдалась выраженная воспалительная реакция в собственной пластинке, хотя никаких очевидных инвазивных спирохет ультраструктурно выявлено не было. Были сообщения об инвазивном кишечном спирохетозе человека у ВИЧ-инфицированных пациентов, однако даже в таких случаях количество инвазивных спирохет было довольно мало по сравнению с таковыми на поверхностном эпителии. 18 Таким образом, в нашем случае неспособность обнаружить инвазивные спирохеты может быть связана с неправильной частью разреза, и эти клинические симптомы могут быть отнесены к спирохетальной инфекции, особенно B.pilocicoli , потому что ни один другой возможный энтеропатогенный организм не был охарактеризован ни культивированием, ни иммуноокрашиванием, и эти симптомы были устранены с помощью терапии антибиотиками.

Что касается возможной корреляции с другими кишечными заболеваниями, Delladestima et al 22 утверждали, что спирохетоз кишечника человека часто связан с различными кишечными заболеваниями, такими как карцинома, аденоматозный полип, метапластический полип, язвенный колит и карцинома толстой кишки. был наиболее частым, потому что хронический застой кишечного содержимого способствует заражению спирохетами. 22 Однако при перечисленных выше нарушениях необходимо провести биопсию или резекцию, что приводит к более частому выявлению «сопутствующего» кишечного спирохетоза человека. В нашем исследовании мы считали, что связь с кишечными заболеваниями, например, аденомой, аденокарциномой, гиперпластическим полипом, язвенным колитом и амебиазом, также носит случайный характер.

Кишечные спирохеты были обнаружены исключительно на поверхности нормального эпителия и гиперпластического эпителия, но не на аденоматозном и карциноматозном эпителии.Этот вывод согласуется с предыдущими наблюдениями. Coyne et al. 6 постулировали, что нормальные микроворсинки необходимы спирохетам для прикрепления к поверхностному эпителию, и что отсутствие микроворсинок в неопластическом эпителии предотвращает их колонизацию. Электронно-микроскопическое исследование выявило укорочение и уменьшение количества микроворсинок на аденоматозном эпителии, тогда как микроворсинки хорошей сохранности на нормальном и гиперпластическом эпителии. Сообщалось также о нескольких случаях кишечного спирохетоза человека с вовлечением аденоматозного эпителия, в которых поражались только участки с хорошо сохранившимися микроворсинками. 23 Эти данные подтверждают гипотезу Coyne, et al. 6

В заключение, спирохетоз кишечника человека в Японии встречается относительно редко по сравнению с предыдущими сообщениями из других стран. B. aalborgi является наиболее распространенным видом, а B. pilosicoli - редким видом. В большинстве случаев не наблюдается явной корреляции между спирохетальной инфекцией и клиническими симптомами, однако в исключительных случаях она может стать условно-патогенным микроорганизмом. Для подтверждения диагноза кишечного спирохетоза человека полезно иммуноокрашивание антителами против T. pallidum и против M. bovis .

Дерматология кроликов и грызунов (Материалы)

Кожные заболевания у кроликов и грызунов могут проявляться в виде зуда, алопеции без зуда, шелушения или узелков. Комбинации одного или нескольких из этих клинических проявлений могут наблюдаться у индивидуума.

Зуд

Причины кожного зуда включают: паразиты (наиболее часто1), окружающая среда (контакт, подстилка) и внутренние новообразования (редко - автор видел вероятные случаи у домашних крыс).Зуд не всегда присутствует в комнате для осмотра и может быть вызван соскабливанием или растиранием кожи животного.

Паразиты: кролики (Psoroptes cuniculi, блохи: блохи Ctenocephalides sp., Spilopsyllus cuniculi, Sarcoptes scabeii), морские свинки (Trixacarus caviae, Chirodiscoides caviae), хомяки (Notoedobtsia и musishome) ensifera, Notoedres muris, Liponyssus bacoti, Polyplax spinulosa, Polyplax serrata).

Зуд различной степени связан с дерматозами, вызываемыми этими паразитами.Поражения кожи в этих случаях часто являются результатом нанесенной самому себе травмы и вторичных инфекций и могут включать раздражение, экссудацию, образование корок и алопецию. Некоторые из них достаточно важны, чтобы обсудить их более подробно:

Psoroptes cuniculi (кроличий ушной клещ): этот паразит вызывает наружный отит и, в редких случаях, средний отит, который может приводить к неврологическим симптомам. Кролики будут трястись головой, зудом в ушах и опущением головы и / или ушами (это может быть начальным признаком). Ушная раковина и каналы будут эритематозными и с толстой коркой, часто красно-коричневого цвета.Другие части тела могут поражаться редко. НЕ пытайтесь удалить корочки, это довольно болезненно !! Используйте системные противопаразитарные средства, как описано ниже. Сообщалось также о саркоптозе у домашних кроликов и особенно в кроличьих колониях.

Trixacarus caviae (саркоптидный клещ морской свинки): заражение T. caviae следует рассматривать как ПЕРВЫЙ дифференциал для любой морской свинки, страдающей зудом. НЕ ИСКЛЮЧАЙТЕ это, если у товарища по клетке нет никаких клинических признаков. Судороги, напоминающие судороги, могут наблюдаться у зараженных морских свинок из-за сильного зуда и истощения, которые испытывают некоторые пораженные животные.

Notoedres muris (саркоптидный клещ хомяка и крысы): Нотоэдрический акариаз у хомяков поражает в основном уши, лицо, гениталии и хвост. Диагноз может быть поставлен путем распределения и характеристики клинических признаков, а также путем выполнения соскобов кожи. Крысы, пораженные нотоэдрическим акариазом, клинически напоминают хомяков, за исключением того, что иногда у них есть носовые «рога». Часто клеща можно визуализировать при выполнении соскоба кожи этого гиперкератозного поражения носа.

Вши обычно встречаются в небольшом количестве у кроликов и грызунов.Большое количество может указывать на заражение другим кожным паразитом или основное системное заболевание (например, гиповитаминоз С у морских свинок). Polyplax serrata (мыши) и Polyplax spinulosa (крысы) могут служить переносчиками Mycoplasma (Haemobartonella) muris, Encephalitozoon cuniculi и Eperythrozoon coccoides.

Диагностика этих паразитарных заболеваний может быть подтверждена обнаружением паразитов на нескольких соскобах кожи. Избегайте использования лезвий скальпеля для соскабливания кожи! Шпатели медицинского класса - это безопасные и простые в использовании инструменты для соскоба.Одним из таких шпателей является микрошпатель Fisherbrand * с плоским концом, каталожный номер 21-401-20, Fisher Scientific; http://www.fisherscientific.com.

Лечение эпидермальных клещей и вшей

Ивермектин - от 0,2 до 0,4 мг / кг каждые 2 недели для 2–3 процедур PO или SQ. Однако ивермектин не следует вводить морским свинкам перорально из-за трудностей с абсорбцией желудочно-кишечного тракта. Специально для Notoedres muris у хомяков и крыс: ивермектин 0.Рекомендуется вводить 5 мг / кг каждые 1-2 недели перорально, SQ или в форме раствора для проливания в течение не менее 8 недель. У кроликов ивермектин применялся для лечения заражений Cheyletiella в дозах от 0,2-2,1 мг / кг SQ каждые 11 дней x 3 или 0,6-2,7 мг / кг перорально каждые 10 дней x 3.

Selamectin (Revolutionâ, Pfizer) имеет Сообщается, что он безопасен и эффективен для лечения ушных клещей у кроликов при использовании в дозировке 6 или 18 мг / кг дважды с интервалом 28 дней. Также было показано, что он эффективен против Cheyletiella на 6-м уровне.2-20,0 мг / кг каждые 2-4 недели x1-311, а также в разовой дозе 12 мг / кг. Для паразитов морских свинок рекомендована доза селамектина 12 мг / кг. Селамектин также должен быть эффективным при лечении вшей, но его дозировки не были хорошо изучены.

Имидаклоприд / моксидектин (Advocate®, Advantage Multi®; Bayer) также показал свою эффективность от ушных клещей, применяемых 3 раза с интервалом 30 дней. Однократная подкожная доза эприномектина в дозе 200 или 300 мкг / кг была способна устранить инфекцию P. cuniculi у кроликов, хотя местные протоколы с этим препаратом не были столь эффективны. Этот же продукт был эффективен при лечении морских свинок, зараженных Gliricola porcelli, всего за одно применение.

Имидаклоприд (Advantageâ, Bayer) должен быть эффективным при лечении заражения вшами (но не клещами), однако, опять же, дозировки не были хорошо изучены.

НЕ используйте фипронил (Frontlineâ / Frontlineâ Plus, Merial) у кроликов (или ежей), поскольку его применение было связано со смертельным исходом; аэрозольная форма может вызывать побочные эффекты у ежей, что может быть связано с предрасположенностью этого вида к респираторным заболеваниям, а также с их тенденцией свертываться клубком (помещая ноздри в непосредственной близости от обработанной кожи).

Известковая сера для местного применения (LymDypâ, DVM Pharmaceuticals) - это средство от вшей у крыс и мышей при разведении водой 1:32 (рекомендация на этикетке).

Блохи: Домашние кролики часто подвергаются воздействию блох Ctenocephalides sp. когда они делят домашнее хозяйство с собакой или кошкой. У домашних кроликов, содержащихся на улице или контактирующих с дикими кроликами, могут быть обнаружены различные виды блох, включая кроличью блоху Spilopsyllus cuniculi. Заражение S. cuniculi обычным явлением в колониях кроликов.Жизненный цикл этой блохи контролируется гормональным циклом хозяина, что объясняет внезапное распространение, наблюдаемое у беременных самок и молодых кроликов. S. cuniculi также важен как переносчик миксоматоза. S. cuniculi чаще всего кусает ушные раковины и лицо, а также может кусать кошек и собак. Зуд бывает разным при заражении кроликов блохами, но может быть серьезным. Имидаклоприд (Advantage®: Bayer), актуальный взрослыйубицид, оказался безопасным и эффективным в борьбе с блохами у кроликов и лицензирован для этой цели в Соединенном Королевстве.

Экологические причины кожного зуда, такие как контакт и постельные принадлежности, не часто встречаются в практике автора, поскольку большинство пациентов, поступающих в университет, уже пытались сменить постельные принадлежности. Однако ветеринар должен определить, подвергается ли животное воздействию каких-либо агрессивных химикатов, особенно при очистке его клетки: например, клетка, продезинфицированная неразбавленным отбеливателем, но не тщательно вымытая перед тем, как снова поместить животное в нее. Кроме того, есть отдельные сообщения о некоторых древесных стружках (особенно кедровых), вызывающих контактный зуд или раздражение.

Внутренняя неоплазия не является хорошо задокументированной причиной зуда, но автор видел несколько зудящих крыс с внутренней неоплазией, хотя связь между зудом и новообразованием не была доказана, т.е. зуд исчезнет.

Алопеция без кожного зуда

Причины этого клинического проявления включают: дерматофиты, бородавку, шелушение, Demodex sp и эндокринопатии.

Дерматофиты

Обычными видами дерматофитов, поражающими кроликов и грызунов, являются Trichophyton mentagrophytes , Microsporum canis и M. gypseum . T. mentagrophytes наиболее распространен в лабораторных колониях, зоомагазинах и т. Д., Но M. canis может быть более распространен среди домашних животных. Клинические признаки, помимо алопеции, могут включать чешуйки, корки и эритему.

Диагноз

Посев на грибок (наиболее точный), прямое исследование волос (трихограмма) или чешуйки, смонтированные в 10% КОН или минеральном масле (часто не для диагностики), лампа Вуда (положительный результат только в 50% [?] М.canis инфекции).

Лечение дерматофитии

  • Итраконазол 5-10 мг / кг в день в течение 1 месяца, хотя препарат, вероятно, безопасен до 3 месяцев.
  • Тербинафин 10 мг / кг в течение 2-6 недель, делая суспензию тербинафина в воде или сиропе.
  • Гризеофульвин - от 15 до 25 мг / кг перорально в течение 4 недель. Избегайте его использования у беременных животных (тератогенный).
  • Известь сера местное разбавление 1:32 водой 2–3 раза в неделю - может использоваться как единственное лечение или как дополнительное средство.
  • Энилконазол (Imaveralâ, Janssen - недоступен в США) 2 раза в неделю эффективен, однако кролики и грызуны часто ухаживают за грумером и поэтому могут проглотить слишком много лекарства.
  • Стрижка не рекомендуется из-за трудностей и стресса. Необходимо продезинфицировать окружающую среду (выбросить подстилку, промыть клетки известковой серой и т. Д.).

Выпадение / парикмахерская

Кролики обычно теряют шерсть с неровным узором, что создает у владельца и врача впечатление, что это патологический процесс.Основным отличием в этих случаях является дерматофития, которую следует исключить с помощью грибковой культуры.

Парикмахерская у морских свинок (когда морские свинки жуют друг другу волосы) часто ассоциируется с недостатком клетчатки в рационе, а также со стрессом или перенаселенностью. Иногда также можно увидеть жевание ушей. Недостаток клетчатки особенно важен в племенных колониях, где кормление клетчаткой (включая сено и гранулы), а также доступ к ней всех животных могут повлиять на качество шерсти.

«Меховая накидка» у шиншиллы - При испуге или стрессе этот вид сбрасывает пучки волос (меха). На восстановление волос может уйти от 3 до 5 месяцев.

Демодекоз

Это наиболее часто встречается у сирийских хомяков ( Mesocricetus auratus ), которые имеют два вида: Demodex aurati - длинный клещ, который живет в волосяном фолликуле, и Demodex criceti - короткий клещ, который живет в / в роговой слой. Клиническими признаками обычно являются не зудящая алопеция и чешуйки на спине, шее, задних конечностях и животе.Заболевание чаще встречается у пожилых животных и связано со стрессом, основным заболеванием или подавлением иммунитета. Заражение D. criceti может вызывать более сильный зуд. Диагноз ставится на основании соскобов кожи: D. criceti может быть труднее найти. Есть одно сообщение о хомяке, страдающем как демодекозом (с D. aurati ), так и кожной лимфомой.

Для полноты картины другие виды Demodex обнаружены на других видах хомяков, таких как армянский хомяк ( Cricetulus migratorius ) с Demodex cricetuli и китайский полосатый хомяк ( Cricetulus arabensis ) с Demodex sinocricetuli.

Лечение:

Ивермектин в дозе 0,3 мг / кг SQ каждые 7-10 дней или перорально каждые 24 часа считается эффективным. Лечите до исчезновения и ищите основные заболевания. Местное применение , известковая сера (разбавление водой 1:32, два раза в неделю, 6 процедур) может быть эффективным против рогового клеща D. criceti . Есть одно сообщение о местном применении 0,017% кумафоса (!) Для лечения неопознанного вида демодекс у хомяка.

Эндокринная

Эндокринная алопеция чаще всего встречается у хомяков и морских свинок.

Гиперадренокортицизм: были отмечены как гипофизозависимые, так и опухолевые формы надпочечников, наиболее часто встречающиеся у хомяков. Помимо алопеции, наблюдается гиперпигментация кожи, полиурия, полидипсия и полифагия. Стабильно эффективное лечение недостаточно хорошо описано. Недавний отчет документирует это заболевание у морской свинки, используя уровни кортизола в слюне до и после введения АКТГ, а также успешное лечение трилостаном в дозе 2-4 мг в день.

Кистоз яичников: наиболее часто встречается у морских свинок и связан с гиперэстрогенизмом. Алопеция, если присутствует, поражает бока, бывает симметричной и двусторонней. Увеличенный живот - частый признак. Возраст: от 18 месяцев до 5 лет. Овариогистерэктомия - предпочтительный метод лечения.

Шелушение и образование корок

Причины шелушения и образования корок дерматозов включают: клещи Cheyletiella sp, венерический спирохетоз (сифилис кроликов), гиповитаминоз С (морская свинка), сальный аденит, кожная лимфома и тимома.

Cheyletiella sp (непрыгающие клещи)

Хейлетиеллез у кроликов является очень частой причиной чешуйчатого дерматоза от легкой до тяжелой степени. Он является зоонозным и заразным для других видов животных, таких как собаки и кошки. Диагноз ставится при обнаружении клещей на соскобах кожи или препаратах с ацетатной лентой. В недавней статье из Южной Кореи Cheyletiella parasitovorax и Leporacarus gibbus (другой, менее распространенный меховой клещ кроликов) были обнаружены у 80 и 6 из 140 кроликов соответственно.Клинические признаки зуда и шелушения наблюдались у 17 из 80 и 76 из 80 зараженных кроликов соответственно. Лечение - селамектин , как для лечения ушных клещей ( Psoroptescuniculi ). Известковая сера окунания (разбавление водой 1:32) 3-4 еженедельных погружения также эффективно, но для кроликов неудобно и обременительно.

Treponema paraluiscuniculi (ранее Treponema cuniculi ) - это организм, вызывающий венерический спирохетоз (сифилис кроликов). Клинические признаки включают корки, эритему, отек, папулы, пузырьки, язвы и пролиферативные поражения, локализованные на лице и промежности. В одном исследовании поражения чаще всего обнаруживались вокруг носа, затем следовали гениталии, губы, веки и задний проход. Чихание наблюдалось в 33% случаев при поражении носа. В случае инфицирования, приобретенного по материнской линии, первоначально поражения могут быть обнаружены в основном на лице. Поражения болезненны, но не вызывают зуда. Заболевание может быть связано с метритом, абортом и неонатальной смертью.Сифилис кроликов НЕ является зоонозом.

Диагноз ставится при микроскопическом визуализации T. cuniculi по соскобам кожи на темнопольной микроскопии или с помощью специальных серебряных пятен для демонстрации микроорганизмов при биопсии. Кроме того, можно использовать серологические тесты, используемые для диагностики сифилиса у людей.

Лечение

Пенициллин G в дозе от 40 000 до 80 000 МЕ / кг подкожно, еженедельно для 3 процедур. - очень важно, - отслеживать признаки связанной с антибиотиками энтеротоксемии.Лечите всех контактирующих кроликов. Хлорамфеникол успешно применялся в дозировке 55 мг / кг каждые 12 ч в течение 4 недель. Другой способ лечения - азитромицин 30 мг / кг / день перорально один или два раза в день в течение 15 дней; об эффективности у большого числа кроликов еще не сообщалось, но эта доза кажется эффективной в экспериментальных ситуациях.

Сальный аденит был зарегистрирован у домашних кроликов как причина алопеции и чешуйчатого дерматоза без зуда. Диагноз ставится на основании биопсии.Автору не известно о положительном ответе на ретиноиды или глюкокортикоиды у небольшого числа пролеченных кроликов. Один отчет показал сальный аденит и тимому у одного и того же кролика. Аналогичная картина наблюдалась у кролика с гепатопатитом. Гистопатология выявила межклеточный дерматит на границе раздела (лимфоцитарная инфильтрация и апоптотические клетки в базальном слое эпидермиса), отсутствие сальных желез и лимфоцитарный фолликулит. В недавнем отчете описан кролик с сальным аденитом, который успешно лечился комбинацией циклоспорина и добавкой триглицеридов со средней длиной цепи.

Кожная лимфома была зарегистрирована у хомяков, кроликов, мышей и песчанок. Он проявляется тяжелой алопецией, эритемой и шелушением. Прогноз плохой. Как отмечалось выше, есть одно сообщение о хомяке, страдающем как демодекозом (с D. aurati ), так и кожной лимфомой.

Узловые дерматозы

Причины включают: инфекционный / язвенный пододерматит, миксоматоз, оспу мышей, трихофолликулому (и иногда другие новообразования, такие как фибромы и плоскоклеточный рак), а также врожденные пороки развития.У хомяков несколько трихофолликулом связаны с вирусом полиомы.

Пододерматит («Боль в скакательных суставах») был зарегистрирован у кроликов и морских свинок и отмечен у крыс.

Кролики:

Язвенный пододерматит - хронический язвенный гранулематозный дерматит плюсневой зоны, который наблюдается в основном у неактивных кроликов с избыточным весом, содержащихся на влажной подстилке, решетчатом полу, грубых клетках и / или в антисанитарных условиях. Считается, что здесь также участвуют наследственные факторы, и особенно страдают кролики Рекс, поскольку у них отсутствует защитный остевой волос.Чаще всего встречается вторичный инфекционный агент Staphylococcus aureus . Поражения двусторонние, в подошвенном аспекте плюсневой области с прогрессированием поражений, типичными для которых являются эритема, гиперкератоз, корки, гной, некроз, остеомиелит и сепсис. Лечение сложное и основано на коррекции предрасполагающих условий, хирургическом дренировании, местных противомикробных препаратах, хирургических повязках и системных антибиотиках (в зависимости от культуры и чувствительности). Энрофлоксацин (5-15 мг / кг подкожно один раз в день) может оказаться полезным в ранних случаях.Гранулы из метилметакрилата, пропитанные антибиотиком (AIPMMA), считаются полезными. Чем раньше это заболевание будет обращено, тем больше шансов на успешное лечение. Обезболивание может быть важным; Можно использовать мелоксикам (0,1-0,5 мг / кг перорально каждые 12-24 ч) или трамадол (10 мг / кг перорально каждые 24 часа).

Морские свинки

Язвенный пододерматит относительно часто встречается у морских свинок. Как и у кроликов, обычно выделяют S aureus , хотя также можно найти Corynebacterium pyogenes .Предрасполагающими факторами являются ожирение, плохая гигиена, гиповитаминоз С и проволочные полы. Поражения двусторонние, на подошвенных сторонах пястных и плюсневых областей с прогрессированием эритемы, гиперкератоза, гноя, некроза, остеомиелита и сепсиса. Лечение включает в себя местные антисептики (могут быть полезны сульфадиазин серебра или мупироцин) и системную антибактериальную терапию (энрофлоксацин, как указано выше) и перевязку, а также устранение основной причины. Однако лечение часто оказывается безуспешным, и системный амилоидоз часто возникает из-за хронической инфекции.

Миксоматоз вызывается вирусом миксомы из группы вирусов оспы, который передается различными членистоногими-переносчиками или посредством физического транспорта вируса. Кролики Нового Света очень устойчивы к этой болезни, но кролики Старого Света чрезвычайно восприимчивы (а домашние кролики - кролики Старого Света). Существуют различные штаммы этого вируса. Клиническими признаками в особо острых и острых случаях являются отек головы, ушей, век и гениталий, а также молочные выделения из глаз и носа. Твердые незудящие и эритематозные узелки (миксомы) обычно связаны с менее вирулентными штаммами и развиваются в месте инфекции.Могут присутствовать летаргия, лихорадка и анорексия. Заболеваемость и смертность домашних кроликов высоки, приближаясь к 100%. Инкубационный период может составлять от 8 до 21 дня. Диагноз ставится на основании клинических признаков, типичных микроскопических поражений и выделения вируса. Поддерживающее лечение, борьба с переносчиками болезней и вакцина (коммерчески недоступна в США) могут быть предложены / обсуждены с владельцем; прогноз неутешительный.

Мышиная оспа (инфекционная эктромелия) вызывается ортопоксвирусом. Обычно это наблюдается в колониях.Передача: орально-фекальный и респираторный пути, ссадина кожи и контакт с зараженным постельным бельем, сывороткой (важный источник инфекции в экспериментальных лабораториях, использующих сыворотки мышей) и т. Д. Клиническими признаками являются небольшие корки, папулы, опухоли, изъязвления и некроз. ступней, ушей или хвоста. Смертность и заболеваемость варьируются в зависимости от вспышки и линии мышей. Диагноз часто ставится с помощью электронной микроскопии, иммуногистохимии, прививок животных, серологического тестирования, выделения вируса и / или ПЦР.

Ссылки

Hill PB, Lo A, Eden CA, et al. Обследование распространенности, диагностики и лечения дерматологических состояний у мелких животных в общей практике. Vet Rec 2006; 158: 533-539.

Дженкинс младший. Кожные заболевания кролика. Ветеринарная клиника North Am Exot Anim Pract . 2001; 4: 543-563.

White SD, Bourdeau P, Meredith A. Дерматологические проблемы кроликов. Comp Cont Educционная практика Vet 2003; 25: 90-101.

Radi ZA. Вспышка саркоптоза и малассезиоза у кроликов ( Oryctolagus cuniculus ). Comp Med 2004; 54: 434-437.

Войвода Х., Улутас Б., Эрен Х. и др. Использование дорамектина для лечения саркоптоза у пяти ангорских кроликов. Vet Dermatol 2005; 16: 285-288.

Denerolle P. Саркоптоз у кроликов [французский язык]. Информационные дерматологические ветеринарии 2009.

Фармаки Р., Кутинас А.Ф., Папазахариаду М.Г., et al.Эффективность препарата селамектина для точечного нанесения на кроликов с саркоптозом. Ветеринарная запись 2009 г .; 164: 431-432.

White SD, Bourdeau P, Meredith A. Дерматологические проблемы морских свинок. Comp Cont Educционная практика Vet 2003; 25: 690-697.

Эллис Ч., Мори М. Кожные болезни грызунов и мелких экзотических млекопитающих. Ветеринарная клиника North Am Exot Anim Pract 2001; 4: 493-542.

Белый SD, Vandenabeele SIJ. Отчет о семинаре по дерматологии кроликов и грызунов. Достижения в ветеринарной дерматологии, Vol. 5 , Блэквелл: Оксфорд, 2005, стр. 373-377.

Shipstone M. Trixacarus caviae Заражение морской свинки: отсутствие реакции на введение ивермектина. Aust Vet Pract 1997; 27: 143-146.

Beco L, Petite A, Olivry T. Сравнение подкожного ивермектина и перорального моксидектина для лечения нотоэдрического акариаза у хомяков. Vet Rec 2001; 149: 324-327.

Меллгрен М., Бергвалл К.Лечение хейлетиеллеза кроликов селамектином или ивермектином: ретроспективное тематическое исследование. Acta Vet Scand 2008; 50: 1.

McTier TL, Hair JA, Walstrom DJ и др. Эффективность и безопасность местного применения селамектина для лечения заражения ушными клещами кроликов. J Am Vet Med Assoc 2003; 223: 322-324.

Ким С.Х., Ли Дж.Й., Джун Х.К. и др. Эффективность селамектина при лечении хейлетиеллеза домашних кроликов. Vet Dermatol 2008; 19: 26-27.

Hansen O, Gall Y, Pfister K, et al. Эффективность состава, содержащего имидаклоприд и моксидектин, против заражения ушным клещом естественным путем ( Psoroptes cuniculi ) у кроликов. Intern J Appl Res Vet Med 2005; 3: 281-286.

Пан Б., Ван М., Сюй Ф. и др. Эффективность инъекционного препарата эприномектина против Psoroptes cuniculi , клеща чесотки уха кроликов. Vet Parasitol 2006; 137: 386-390.

Ким Ш., Джун ХК, Ю MJ, Ким ДХ.Использование препарата, содержащего имидаклоприд и моксидектин, для лечения заражения вшами у морских свинок. Ветеринарный дерматол 2008; 19: 187-188.

Улутас Б, Войвода Х, Байрамлы Г и др. Эффективность местного применения эприномектина для лечения заражения ушным клещом у шести кроликов. Vet Dermatol 2005; 16: 334-337.

Berger JP. Lymphome cutané T épithéliotrope associé à une démodécie chez un hamster. Prat Med Chir Anim Comp 2000 35: 467-470.

Деш CE младший, Херли RJ. Demodex sinocricetuli : новый вид клеща волосяных фолликулов (Acari: Demodecidae) от китайской формы полосатого хомяка, Cricetulus barabensis (Rodentia: Muridae). J Med Entomol 1997; 34: 317-320.

Hurley RJ, Desch CE Jr. Demodex cricetuli : новый вид клеща волосяных фолликулов (Acari: Demodecidae) от армянского хомяка, Cricetulus migratorius (Rodentia: Cricetidae). J Med Entomol 1994; 31: 529-533.

Hasegawa T. Отчет о лечении демодекоза у золотистого хомяка. J Vet Med Sci 1995; 57: 337-338.

Zeugswetter F, Fenske M, Hassan J, et al. Синдром Кушинга у морской свинки. Ветеринарная запись 2007 г .; 160: 878-880.

Ким Ш., Джун Х. К., Сонг К. Х. и др. Распространенность меховых клещей у домашних кроликов в Южной Корее. Ветеринарный дерматол 2008; 19: 189-190.

Сайто К., Хасегава А. Клинические особенности поражений кожи при сифилисе кроликов: ретроспективное исследование 63 случаев (1999-2003 гг.). J Vet Med Sci 2004; 66: 1247-1249.

Сайто К., Хасегава А. Лечение сифилиса кроликов хлорамфениколом. J Vet Med Sci 2004; 66: 1301-1304.

Люкхарт С.А., Фон М.Дж., Бейкер-Зандер С.А. Эффективность азитромицина для терапии активного сифилиса на модели кролика. J Antimicrob Chemother 1990; 25 Дополнение A: 91-99.

White SD, Linder, K, Shultheiss P et. al. Сальный аденит у четырех домашних кроликов ( Oryctolagus cuniculus ). Vet Dermatol 2000; 11: 53-61.

Флоризооне К. Эксфолиативный дерматит, связанный с тимомой, у кроликов. Vet Dermatol 2005; 16: 281-284.

Флоризооне К., ван дер Луер Р., ван ден Инг Т. Симметричная алопеция, шелушение и гепатит у кролика. Ветеринарный дерматол 2007; 18: 161-164.

Яссис-ван дер Ли А., ван Зиланд Ю., Кик М., Шумейкер Н. Успешное лечение сального аденита у кроликов циклоспорином и триглицеридами. Ветеринарный дерматол 2009; 20: 67-71.

Харви Р.Г., Уитбред Т.Дж., Феррер Л. и др. Эпидермотропная кожная Т-клеточная лимфома у сирийских хомяков ( Mesocricetus auratus ). Отчет о шести случаях и демонстрация специфичности Т-клеток. Vet Dermatol 1992; 3: 13-19.

Уайт С.Д., Кэмпбелл Т., Логан А. и др. Лимфома с поражением кожи у трех домашних кроликов ( Oryctolagus cuniculus ). Vet Dermatol 2000; 11: 61-69.

Su YC, Wang MH, Wu MF. Кожная В-клеточная лимфома у монгольской песчанки ( Meriones unguiculatus ). Contemp Top Lab Anim Sci 2001; 40: 53-56.

Баба Ю., Такахаши К., Накамура С. Андроген-зависимые атипичные фибромы, спонтанно возникающие в коже джунгарских хомяков ( Phodopus sungorus ). Comp Med 2003; 53: 527-531.

Марторелл Дж., Фондевила Д., Рамис А. Спонтанная плоскоклеточная карцинома щечного мешка у двух карликовых хомяков ( Phodopus sungorus ). Vet Rec 2005; 156: 650-651.

Ософски А., де Кох Х., Телль Л., Норрис А., Уайт С.Д.Кожная сосудистая аномалия у морской свинки. Vet Dermatol 2004; 15: 47-52.

Фостер А.П., Браун П.Дж., Джандриг Б. и др. Полиомавирусная инфекция у хомяков и трихоэпителиомы / кожные опухоли придатков. Vet Rec 2002; 151: 13-17.

Велла Д. Пододерматит. Ветеринар 2006; август: 55-60.

Сильверс Л., Инглис Б., Лабудович А. и др. Вирулентность и патогенез штаммов MSW и MSD вируса калифорнийской миксомы у европейских кроликов с генетической устойчивостью к миксоматозу по сравнению с кроликами без генетической устойчивости. Virology 2006; 348: 72-83.

Дик Э.Дж. младший, Киттелл К.Л., Мейер Х. и др. Вспышка оспы мышей в колонии лабораторных мышей. Lab Anim Sci 1996; 46: 602-411.

Кишечный спирохетоз: загадочное заболевание

  • 1.

    Котейш А., Каннангай Р., Абрахам С.К. Спирохетоз толстой кишки у детей и взрослых. Ам Дж. Клин Патол . 2003; 120: 828–832.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 2.

    Эна Дж., Саймон-Эйлон А., Паскуау Ф. Спирохетоз кишечника как причина хронической диареи у пациентов с ВИЧ-инфекцией: клинический случай и обзор литературы. Int J STD AIDS . 2009. 20: 803–805.

    PubMed Статья CAS Google Scholar

  • 3.

    Падманабхан В., Дальстром Дж., Максвелл Л. и др. Инвазивный спирохетоз кишечника: сообщение о трех случаях. Патология . 1996. 28: 283–286.

    PubMed Статья CAS Google Scholar

  • 4.

    Suarez-Penaranda JM, Macias-Garcia F, Llovo J, et al. Гистопатологический диагноз кишечного спирохетоза у пациента без иммунодефицита. Int J Surg Pathol . 2008; 18: 73–74.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 5.

    Умено Дж., Такаюки М., Шотаро Н. и др. Кишечный спирохетоз, вызванный Brachyspira pilosicoli : эндоскопические и рентгенологические особенности. Дж Гастроэнтерол . 2007. 42: 253–256.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 6.

    Tsinganou E, Gebbers JO. Спирохетоз кишечника человека - обзор. Немецкая медицина . 2010; 8: 1–7.

    Google Scholar

  • 7.

    Calderaro A, Bommezzadri S, Gorrini C и др. Инфекционный колит, связанный со спирохетозом кишечника человека. Дж Гастроэнтерол Гепатол . 2007; 22: 1772–1779.

    PubMed Статья CAS Google Scholar

  • 8.

    Ван Мук В.Н., Кук Г.Х., Ван дер Вен А.Дж. и др. Спирохетоз кишечника человека: какое клиническое значение? Eur J Гастроэнтерол Hepatol . 2004. 16: 83–87.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 9.

    Карр Нью-Джерси, Махаджан Х., Тан К.Л. и др. Гистологические особенности кишечного спирохетоза у 113 пациентов. Int J Surg Pathol . 2008. 18: 144–148.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 10.

    Weisheit B, Bethke B, Stolte M. Спирохетоз кишечника человека: анализ симптомов у 209 пациентов. Сканд Дж Гастроэнтерол . 2007. 42: 1422–1427.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 11.

    Корнер М., Гебберс О. Клиническое значение кишечного спирохетоза человека - морфологический подход. Инфекция . 2003. 31: 341–349.

    PubMed CAS Google Scholar

  • 12.

    Танахаши Дж., Даа Т., Гамкахи А. и др. Спирохетоз кишечника человека в Японии; заболеваемость, клинико-патологические особенности и генотипическая идентификация. Мод Pathol . 2008; 21: 76–84.

    PubMed CAS Google Scholar

  • 13.

    Накамура С., Курода Т., Сугаи Т. и др. Первый зарегистрированный случай кишечного спирохетоза в Японии. Патол Инт . 1998. 48: 58–62.

    PubMed Статья CAS Google Scholar

  • 14.

    Кальдераро А, Горрини С., Перуцци С. и др. Распространенность кишечного спирохетоза у человека по сравнению с инфекциями, вызванными другими энтеропатогенными агентами, в районе Северной Италии. Диагностика микробиологических инфекций . 2007. 59: 157–163.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 15.

    Эстев М., Салас А., Фернандес-Банарес Ф. и др. Кишечный спирохетоз и хроническая водянистая диарея: клинический и гистологический ответ на лечение и долгосрочное наблюдение. Дж Гастроэнтерол Гепатол . 2006; 21: 1326–1333.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 16.

    Джамшидиан М., Ла Т., Филлипс Н. и др. Brachyspira pilosicoli Колонизация экспериментально инфицированных мышей может быть облегчена манипуляциями с питанием. J Med Microbiol . 2004. 53: 213–218.

    Артикул Google Scholar

  • 17.

    Дженсен Т.К., Теглбьярг П.С., Линдбоэ К.Ф. и др.Демонстрация Brachyspira aalborgi линий 2 и 3 в биопсиях толстой кишки человека с кишечным спирохетозом путем специфической флуоресцентной гибридизации in situ. J Med Microbiol . 2004. 53: 341–343.

    PubMed Статья CAS Google Scholar

  • 18.

    Bait-Merabet L, Thille A, Legrand P, et al. Brachyspira pilosicoli Инфекции кровотока: случай болезни и обзор литературы. Антимикроб Энн Клин Микробиол .2008; 7: 1–4.

    Артикул Google Scholar

  • 19.

    Перуцци С., Горрини С., Пикколо Дж. И др. Кишечный спирохетоз человека в Парме: внимание избранной популяции в 2002–2005 гг. Акта Биомед . 2007. 78: 128–132.

    PubMed Google Scholar

  • 20.

    Mikosza A, La T, Bastiaan B, et al. Сравнительная распространенность Brachyspira aalborgi и Brachyspira ( Serpulina ) pilosicoli в качестве этиологических агентов гистологически идентифицированного кишечного спирохетоза в Австралии. Дж. Клин Микробиол . 2001; 39: 347–350.

    PubMed Статья CAS Google Scholar

  • 21.

    Mikosza A, La T, Brooke J, et al. ПЦР-амплификация из фиксированной ткани указывает на частое участие Brachyspira aalborgi в кишечном спирохетозе человека. Дж. Клин Микробиол . 1999; 37: 2093–2098.

    PubMed CAS Google Scholar

  • 22.

    Ли Джи, Хэмпсон ди-джей. Генетическая характеристика кишечных спирохет и их связь с заболеванием. J Med Microbiol . 1994; 40: 365–371.

    PubMed Статья CAS Google Scholar

  • 23.

    Купер С., Коттон Д.В., Хадсон М.Дж. и др. Ректальный спирохетоз у гомосексуальных мужчин: характеристика организма и патофизиология. Генитурин Мед . 1994; 70: 26–29.

    Google Scholar

  • 24.

    Закон CL, Грирсон Дж. М., Стивенс С. М.. Ректальный спирохетоз у гомосексуальных мужчин: связь с сексуальной практикой, ВИЧ-инфекцией и кишечной флорой. Генитурин Мед . 1986; 62: 47–52.

    Google Scholar

  • 25.

    Оренштейн JM, Dietrich DT. Гистопатология 103 последовательных биопсий при колоноскопии 82 пациентов с симптомами синдрома приобретенного иммунодефицита. Arch Pathol Lab Med . 2001; 125: 1042–1046.

    PubMed CAS Google Scholar

  • 26.

    Мартинес М.В., Петре С., Визингер Д. и др. Кишечный спирохетоз и диарея, комменсальные или причинные. СПИД . 2004; 18: 2441–2449.

    PubMed Google Scholar

  • 27.

    Christie JD. Спирохетоз кишечника: организм в поисках болезни? Ам Дж. Клин Патол . 2003. 120: 820–821.

    PubMed Статья Google Scholar

  • 28.

    Peghini PL, Guccion JG, Sharma A. Улучшение хронической диареи после лечения кишечного спирохетоза. Dig Dis Sci . 2000; 45: 1006–1010.

    PubMed Статья CAS Google Scholar

  • 29.

    Tsuzawa K, Fujisawa N, Sekino Y, et al. Желудочно-кишечный тракт: спирохетоз толстой кишки. Дж Гастроэнтерол Гепатол . 2008; 23: 1160.

    PubMed Статья CAS Google Scholar

  • 30.

    Гебберс Дж. О., Фергюсон Д. Д., Мейсон С. Спирохетоз прямой кишки человека, связанный с интраэпителиальными тучными клетками и реакцией плазматических клеток IgE. Кишка . 1987. 28: 588–593.

    PubMed Статья CAS Google Scholar

  • 31.

    Nielsen RH, Orholm M, Pederson JO, et al. Колоректальный спирохетоз: клиническое значение инвазии. Гастроэнтерология . 1983; 85: 62–67.

    PubMed CAS Google Scholar

  • Потеря инфекции у людей связана с распадом генома

    Abstract

    Treponema paraluiscuniculi - возбудитель венерического спирохетоза кроликов.Он не заразен для людей, хотя его структура генома очень близка к другим патогенным видам Treponema , включая Treponema pallidum подвид pallidum , этиологический агент сифилиса. В этом исследовании последовательность генома Treponema paraluiscuniculi , штамм Cuniculi A, была определена с помощью комбинации нескольких стратегий высокопроизводительного секвенирования. В то время как общий размер (1133390 п.н.), расположение и содержание генов в геноме Cuniculi A очень напоминали таковые в геноме T.pallidum геном T. paraluiscuniculi содержал заметно большее количество псевдогенов и фрагментов генов (51). Помимо псевдогенов, в геноме T. paraluiscuniculi были обнаружены 33 дивергентных гена. Набор из 32 (из 84) затронутых генов кодировал белки с известной или предсказанной функцией в геноме Николса. Эти белки включают факторы вирулентности, регуляторы генов и компоненты репарации и рекомбинации ДНК. Большинство (52 или 61,9%) псевдогенов Cuniculi A и дивергентных генов имели неизвестную функцию.Наши результаты показывают, что T . paraluiscuniculi произошла от T. pallidum -подобного предка и адаптировалась к специализированной связанной с хозяином нише (кроликам) во время потери инфекционности для человека. Гены, которые инактивированы или изменены в T. paraluiscuniculi , являются кандидатами на роль факторов вирулентности, важных для инфекционности и патогенеза подвида T. pallidum .

    Образец цитирования: Šmajs D, Zobaníková M, Strouhal M, Čejková D, Dugan-Rocha S, Pospíšilová P, et al.(2011) Полная последовательность генома Treponema paraluiscuniculi , штамм Cuniculi A: потеря инфицированности людей связана с распадом генома. PLoS ONE 6 (5): e20415. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0020415

    Редактор: Синтия Гибас, Университет Северной Каролины в Шарлотте, Соединенные Штаты Америки

    Поступила: 6 декабря 2010 г .; Принята к печати: 2 мая 2011 г .; Опубликовано: 31 мая 2011 г.

    Авторские права: © 2011 Šmajs et al.Это статья в открытом доступе, распространяемая в соответствии с условиями лицензии Creative Commons Attribution License, которая разрешает неограниченное использование, распространение и воспроизведение на любом носителе при условии указания автора и источника.

    Финансирование: Эта работа была поддержана грантами Службы общественного здравоохранения США компании G.M.W. (R01 DE12488 и R01 DE13759) и S.J.N. (R01 AI49252 и R03 AI69107) и грантами Грантового агентства Чешской Республики (310/07/0321) и Министерства образования Чешской Республики (VZ SM0021622415) Д.S. Финансирующие организации не играли никакой роли в дизайне исследования, сборе и анализе данных, решении опубликовать или подготовке рукописи. NimbleGen Systems, Inc. предоставила наборы олигонуклеотидов и первоначальный анализ данных микрочипов.

    Конкурирующие интересы: Авторы ознакомились с политикой журнала и имеют следующие конфликты: Том Альберт работал в NimbleGen Systems, Inc. и выполнял гибридизацию микрочипов и анализ данных, не влияя на интерпретацию данных.Авторы придерживались всех политик PLoS ONE в отношении обмена данными и материалами.

    Введение

    Treponema paraluiscuniculi - некультивируемый вид из рода Treponema , который вызывает венерический спирохетоз у кроликов, но не заразен для человека [1]. Структура генома и последовательность хромосомы T . paraluiscuniculi тесно связан с другими патогенными видами и подвидами рода Treponema , включая сифилис, вызывающий спирохеты. Treponema pallidum ssp. pallidum [2] и Treponema pallidum ssp. pertenue , возбудитель фрамбезии.

    Присутствие спирохет, похожих на T. pallidum , в поражениях половых органов кроликов было сообщено еще в 1912 году, и Якобсталь описал организм как Spirochaeta paralues-cuniculi (сифилисоподобные спирохеты у кроликов) [3]. Встречающаяся в природе инфекция кроликов T. paraluiscuniculi описана в подробном историческом обзоре Smith и Pesetsky [4], а также в более поздних статьях DiGiacomo et al.[5], [6]. Заболевание, как правило, передается половым путем и приводит к эритеме и отеку крайней плоти, влагалища, ануса или мошонки, за которыми часто следует изъязвление и образование корки (образование струпа) на пораженном участке. Также может произойти заражение носа, век, губ и лап. Внутрикожная инокуляция кроликов либо T . paraluiscuniculi или T. pallidum вызывает эритематозные поражения, которые могут подвергаться изъязвлению [4] - [8]. T. paraluiscuniculi. Повреждения менее затвердевшие (приподнятые и затвердевшие), чем у T.pallidum очагов поражения. Подвиды T. pallidum и T. paraluiscuniculi почти неотличимы с точки зрения морфологии, содержания антигена и физиологии [8] - [10], что согласуется с тесным генетическим родством между этими организмами [2]. Однако T. paraluiscuniculi и T. pallidum вызывают разные заболевания с разной специфичностью к хозяину. Венерический спирохетоз кроликов характеризуется локализованными поражениями половых органов, тогда как сифилис человека - это многоступенчатое заболевание, передающееся половым путем, с различными клиническими проявлениями.Трепонемы сифилиса могут инфицировать практически любую ткань человека, вызывая гумматические, неврологические и сердечно-сосудистые проявления [11], [12]. Хотя существует мало доказательств системных проявлений после инфицирования T. paraluiscuniculi у кроликов, этот организм может распространяться и восстанавливаться из лимфатических узлов через несколько месяцев после заражения [4], [13].

    Имеющиеся на сегодняшний день данные указывают на то, что T. paraluiscuniculi не является патогенным для человека, что указывает на фундаментальное различие между этим организмом и T.pallidum подвид. В двух исследованиях с участием трех добровольцев описана экспериментальная инокуляция людей [1], [14] вирулентными штаммами кроликов T. paraluiscuniculi с отрицательными результатами. При внутрикожном введении людям-добровольцам вирулентные штаммы кроликов T. paraluiscuniculi вызывали только легкую местную эритему и отек (без системных эффектов), которые исчезли через три недели [1], [14]. В исследовании Graves and Downes [1] у человека-добровольца наблюдалась лишь ограниченная серологическая реакция.Напротив, кролики, подвергшиеся внутрикожной вакцинации, демонстрировали заметные, стойкие поражения и сильный серологический ответ на T. paraluiscuniculi .

    Наблюдалась частичная иммунологическая перекрестная защита между T. paraluiscuniculi и T. pallidum , о чем свидетельствует заражение кроликов одним видом, внутрикожная инокуляция другим видом через 3–6 месяцев и наблюдение за развитием поражений на предмет признаков заражения. снижение частоты, тяжести или продолжительности поражения [8].И серологическая реактивность, и реактивность Т-клеток указывают на антигенное родство между этими видами [8], [9], [13], [15]. Гетерогенность в паралогичных семействах генов tpr этих организмов была охарактеризована [16], [17] и может частично отвечать за патогенные различия и наблюдаемую неполную иммунологическую перекрестную защиту.

    Различия в специфичности хозяина и клинических проявлениях этих заболеваний отражают первичные генетические различия между T. paraluiscuniculi и T.pallidum . В этом сообщении мы сообщаем полную последовательность генома T. paraluiscuniculi , штамм Cuniculi A и сравниваем эту последовательность с опубликованными геномами T. pallidum ssp. pallidum Nichols, SS14 и Чикаго [18] - [20].

    Результаты

    T. paraluiscuniculi Cuniculi A Геномные параметры и аннотация

    Обобщенные геномные особенности T. paraluiscuniculi штамма Cuniculi A показаны в таблице 1.Размер генома T. paraluiscuniculi Cuniculi A (1133390 п.н.) на 4,6, 5,9 и 6,1 т.п.н. меньше размера генома ранее опубликованного T. pallidum ssp. pallidum Nichols (1 138 011 пар оснований) [18], Chicago (1139 281 пар оснований) [20] и геномы SS14 (1139 457 пар оснований) [19] соответственно. Сходное полногеномное нуклеотидное разнообразие (π ± SD) 0,01028 ± 0,00514, 0,01021 ± 0,00511 и 0,01016 ± 0,00508 было обнаружено программой DnaSP v5 между геномом Cuniculi A и геномами Nichols, Chicago и SS14, соответственно.Делеции в геноме Cuniculi A не были равномерно распределены в геноме и преимущественно локализовались в локусах tpr и в окрестностях этих регионов [2], [16]. Общий порядок генов в Cuniculi A был идентичен геномам Николса и SS14. Из 1 133 390 п.н. генома Куникули 1 092 714 п.н. были выровнены с геномом Николса, и эта часть генома содержала 8074 однонуклеотидных замены и дополнительные изменения 1124 п.н. в 224 отдельных инделях. Это соответствует 99.16% идентичность последовательностей консервативных областей геномов Николса и Куникули А. Из 1016 аннотированных генов, кодирующих белки в геноме Cuniculi A, функция гена была предсказана для 650 генов (64%). В дополнение к генам, присутствующим в геноме Николса, 57 гипотетических генов были недавно аннотированы в геноме Куникули А. Эти гены были аннотированы в ортологичных последовательностях и не представляли новый генетический материал, специфичный для Cuniculi A. Вместо этого они представляли различия в недавних алгоритмах аннотации по сравнению с ранее использованными [18].Средняя длина этих 57 генов составляла 234 нуклеотида (средняя длина 162 нуклеотида), что указывает на значительно меньшую длину гена по сравнению со средней и средней длиной гена всех генов Cuniculi A (1006 и 873 п.н. соответственно). Семнадцать автоматизированных прогнозов генов были опущены в окончательной аннотации в основном из-за перекрытия с другими уже аннотированными генами. 75 и 280 генов были аннотированы короче или длиннее, соответственно, в аннотации Cuniculi A по сравнению с длиной ортологичных генов в аннотациях генома Николса и SS14.47 генов, первоначально аннотированных в геноме Николса [18], не были аннотированы в геноме Куникули А из-за различий в критериях предсказания генов. Для всех этих 47 генов в геноме Куникули А. были обнаружены ортологические последовательности. Все эти 47 генов кодировали короткие гипотетические белки со средней длиной гена 196,4 п.н. (медиана 150 п.н.).

    Сопоставление генома Cuniculi A с аннотированными генами Николса идентифицировало 84 ортологичных региона / гена Cuniculi A, содержащих внутренние сдвиги рамки считывания и / или основные изменения последовательности.В геноме Cuniculi A 63 гена (6,2% из 1016 генов, кодирующих белок) были аннотированы в этих ортологичных локусах. Гены с основными изменениями последовательности были определены как гены, вызывающие более 10 непрерывных замен аминокислот (или инделей) в соответствующей последовательности белка или показывающие более 20 диспергированных аминокислотных изменений в белке Cuniculi A по сравнению с ортологом Николса. Изменения в длине белка на N-конце, возникающие в результате предсказания более длинных генов Cuniculi A, не считались основными изменениями последовательности, если существовал потенциальный нижестоящий стартовый кодон в соответствующем положении гена, как в геноме Николса.Набор из 134 (13,2% из 1016 генов, кодирующих белок) предсказанных генов Cuniculi A кодирует идентичные белки предсказанным белкам Николса, а 819 генов (80,6%) кодируют белки с одной или несколькими заменами аминокислот.

    Слияние генов

    По сравнению с опубликованным геномом Николса, 52 ортолога Николса были слиты в 25 генов в геноме Куникули А (см. Таблицу S1). В двух случаях три гена, аннотированные в геноме Николса, были слиты с одним геном в геноме Cuniculi A (TP0006, TP0007, TP0008 и TP0174, TP0175, TP0176).Аналогичная ситуация была также обнаружена в геноме T. pallidum подвида pertenue Samoa D, где секвенирование выявило слияние 48 ортологов Николса с 23 генами (данные не показаны). Продолжающееся ресеквенирование генома Николса (П. Поспишилова, личное сообщение) показало, что большинство наблюдаемых слияний генов также присутствует в геноме Николса, что указывает на то, что опубликованная последовательность Николса [18] содержит десятки ошибок секвенирования. Чтобы проверить, являются ли эти изменения Николса ошибками секвенирования или внутриштаммовыми адаптивными мутациями, мы проанализировали положения 208 нуклеотидов, в которых повторно секвенированный геном Николса отличается от опубликованной версии Николса [18] в 3 T.pallidum , включая последовательности полногенома Chicago [20] и предварительные последовательности DAL-1 и Mexico A (неопубликованные данные). Из 208 нуклеотидных различий, обнаруженных в повторно секвенированном геноме Николса, 179 (86,1%) присутствовали во всех 3 протестированных геномах, 12 (5,8%) присутствовали в одном или двух других геномах и 17 (8,2%) были специфичны для вновь секвенированных геномов. Николс штамм. Наличие большинства нуклеотидных изменений (идентифицированных в повторно секвенированном геноме Николса) в трех других геномах T. pallidum указывает на ошибки секвенирования в опубликованном геноме Николса [18], а не на недавно возникшие внутриштаммовые адаптивные мутации.

    Частота ошибок при снятии отпечатков пальцев и секвенировании всего генома

    Фингерпринт всего генома был использован для оценки полной сборки генома генома Куникули А. Снятие отпечатков пальцев Cuniculi Геном, описанный ранее [2], был расширен за счет дополнительных анализов рестрикционных ферментов для уменьшения длины полученных фрагментов ДНК. Рестрикционное картирование in silico сравнивали с экспериментально полученными моделями рестрикционного переваривания. В окончательной сборке 2017 г. сайты-мишени рестрикции были экспериментально подтверждены, в результате чего средняя длина оцениваемого фрагмента ДНК составила 562 п.н.Сайты-мишени рестрикции 2017 г. соответствовали общей длине последовательности 11702 п.н. (1,0% от длины генома). Поскольку никаких расхождений между in silico и экспериментальным рестрикционным анализом не наблюдалось, ожидаемая соответствующая частота ошибок секвенирования в геноме Cuniculi A была установлена ​​порядка 10 -4 или лучше.

    T. paraluiscuniculi гены, кодирующие идентичные белки в качестве соответствующих ортологов в геноме Николса

    Всего 134 (13.2%) генов Cuniculi A кодируют белки, идентичные тем, которые кодируются в геноме Николса (Таблица S2 и S3). 35 из этих генов (Таблица S3) кодируют белки с неизвестной функцией, а остальные 99 генов кодируют белки, участвующие в трансляции мРНК (32 гена), общем метаболизме (24 гена), транспорте (12 генов), синтезе жгутиков (11 генов). , регуляция генов (6 генов) и другие функции (14 генов). Сохранение этих белков и их преимущественное участие в трансляции и общем метаболизме указывает на то, что эти гены являются генами домашнего хозяйства в условиях сильного отрицательного отбора в роду Treponema .Идентичные гены, кодирующие белки с неизвестной функцией (35 или 26,1%), могут кодировать белки, необходимые для еще неустановленных основных функций, включая общие метаболические процессы. Хотя средний уровень транскриптов РНК этих 35 генов у T. pallidum ssp. pallidum Nichols [21] ниже, чем у 99 идентичных генов с аннотированными функциями (0,92 и 1,37 соответственно), это близко к медиане для всех генов с аннотированными функциями (0,95).

    Гены, содержащие сдвиги рамки считывания и / или основные изменения последовательности (MSC) в

    T.paraluiscuniculi функциональных генных групп

    Гены T. paraluiscuniculi были разделены на 7 функциональных групп в соответствии с модифицированной классификацией, использованной Fraser et al. [18] (Таблица 2). Набор из 161 гена (9,8% всех генов, кодирующих белок), кодирующих белки, участвующие в общих метаболических функциях, использовали в качестве внутреннего стандарта для сравнения с генами из других функциональных групп. Количество генов, содержащих сдвиги рамки считывания и / или основные изменения последовательности (связанных с ортологами Николса), сравнивали с количеством этих генов, присутствующих в группе общего метаболизма (1.9%, таблица 2) и статистически значимые различия были обнаружены в группе факторов вирулентности (41,9%, p <0,001), в генах с неизвестной функцией (14,0%, p <0,001) и в генах, участвующих в метаболизме ДНК ( 7,8%, р = 0,037).

    Гипотетические гены со сдвигом внутренней рамки считывания и / или основными изменениями последовательностей в геноме

    T. paraluiscuniculi

    В целом, 52 гипотетических гена Cuniculi A, соответствующих 54 ортологам Николса (таблица S4) в геноме T. paraluiscuniculi , показали сдвиги рамки считывания (21 ген), частичные или полные делеции генов (7 генов), внутренние стоп-кодоны (2 гена) или множественные нуклеотидные замены (22 гена).Двенадцать из этих белков были предсказаны как белки внутренней или внешней мембраны, а 9 из них были идентифицированы как антигены [22]. Три из этих 52 белков (TP0133, TP0462 и TP0895) были предсказанными липопротеинами [23], и эти 3 белка также были идентифицированы как антигены. Эти результаты показывают, что геном T. paraluiscuniculi может подвергаться деградации и потере гена по сравнению с T. pallidum subsp. pallidum , что согласуется с уменьшением потребности в этих генах в нише ткани кролика, в которой обитают T.Воронежская . Всего для 25 из этих 52 гипотетических генов Cuniculi A были рассчитаны отношения Ka / Ks и предсказанный тип отбора (Таблица S4). Большинство генов (20) было обнаружено при нейтральном отборе, 4 гена - при очистке и один - при положительном отборе.

    Cuniculi A гены с прогнозируемой функцией клеток, содержащие внутренние сдвиги рамки считывания и / или основные изменения последовательности

    В общей сложности 32 гена Cuniculi A с определенными или предсказанными функциями, как было обнаружено, содержат сдвиги рамки считывания или большие делеции (приводящие к 21 псевдогену), основные изменения последовательности (8 генов) или обратные мутации сдвига рамки считывания (3 гена) (Таблица 3).Десять из этих 32 генов были генами tpr , кодирующими паралогичные белки со сходной последовательностью с основным поверхностным белком (Msp) Treponema denticola [24]. Схематическое изображение всех генов tpr в геноме Cuniculi A показано на рис. 1. Помимо этих потенциальных факторов вирулентности, еще три белка кодируются TPCCA_0136 (фибронектин-связывающий белок), TPCCA_0326 (tp92, белок внешней мембраны). , и TPCCA_0433 (белок с кислым повтором, белок Arp) показал инделки и основные изменения последовательности.Вместе с TPCCA_0760 (пенициллин-связывающий белок) эти белки являются важными трепонемными антигенами и / или структурами клеточной оболочки [25] - [27]. Другой ген, потенциально вовлеченный в биосинтез клеточной стенки, ген capD биосинтеза полисахарида Cuniculi A (TPCCA_0077), содержал внутренний стоп-кодон, который, по прогнозам, приводит к инактивации гена. Трансмембранные хеморецепторы Cuniculi A (белки Mcp) либо показали значительные изменения последовательности (TPCCA_0040 и TPCCA_0488, таблица S4), либо показали относительно большое количество аминокислотных замен (TPCCA_0639, TPCCA_0640; 14 и 10 аминокислотных изменений соответственно; данные не показаны).

    Рис. 1. Схематическое изображение генов tpr в геномах Куникули А и Николса.

    Показаны идентичности на нуклеотидных уровнях геномов Cuniculi A и Nichols. Цвета указывают на сходство последовательностей паралогичных генов tpr , то есть сходство последовательностей в геноме T. paraluiscuniculi (например, гены tprC и tprD идентичны). В геноме Cuniculi A наблюдается обратная мутация сдвига рамки считывания (в tprA ), мутации сдвига рамки считывания (в tprC, D, E, F, G, J, K ), делеции (в tprF, G, I ) и ген удлинение присутствуют (в тпрЛ ).Делеция tprF , показанная в геноме Николса, основана на последовательности tprF , взятой из T. pallidum ssp. pertenue Геном Самоа D (данные не показаны). В генах Cuniculi A и Nichols tprK более короткие версии гена (начиная со следующего доступного нижестоящего стартового кодона) ожидаются скорее, чем присутствие мутации сдвига рамки считывания в Cuniculi A tprK .

    https://doi.org/10.1371/journal.pone.0020415.g001

    Несколько генов Cuniculi A со сдвигом рамки считывания принадлежали к семейству генов с предсказанными регуляторными функциями, включая TPCCA_0220 (антагонист антисигма-фактора), TPCCA_0461 (вероятный регулятор транскрипции), TPCCA_0511 (регулятор транскрипции семейства CarD_0520) и TPCC гистидинкиназа). В отличие от TP0520, кодируемого в геноме T. pallidum ssp. pallidum (штаммы Nichols и SS14) и в T. pallidum ssp. pertenue (штаммы Samoa D, CDC-2, Gauthier; М. Зобаникова, Д. Чейкова, личное сообщение), TPCCA_0520 из T . paraluiscuniculi кодирует полноразмерную сенсорную гистидинкиназу, что позволяет предположить возможную роль этого белка в регуляции генов. В дополнение к ранее упомянутым генам tprA и TPCCA_0520 в геноме Cuniculi A также была обнаружена реверсия мутации сдвига рамки считывания в TPCCA_0812 ( fadD , вероятная длинноцепочечная лигаза жирных кислот-CoA).

    Четыре гена, кодирующие белки, участвующие в процессинге ДНК (RecB, RecQ, RecX и Ssb), также изменили открытые рамки считывания в штамме Cuniculi A по сравнению со штаммом Nichols. Мутация сдвига рамки считывания в гене recQ привела к преждевременному усечению RecQ, тогда как белки RecX и Ssb были удлинены на С-концах. RecB показал множественные изменения аминокислот. Другие гены с основными изменениями последовательности включали gltD (TPCCA_0735, биосинтез глутамата и пролина), ushA (TPCCA_0104, бифункциональная 5'-нуклеотидаза / UDP-сахардифосфатаза), TPCCA_0309 (вероятный полярный переносчик аминокислот ABC). (TPCCA_0545, транспортер сахара ABC).

    Для 11 из этих 32 генов Cuniculi A был предсказан тип отбора (таблица 3). В то время как большинство генов проходило нейтральный (6) или очищающий отбор (3), два гена, включая tprL и arp , были обнаружены при положительном отборе.

    Взятые вместе, гены, кодирующие несколько потенциальных детерминант вирулентности, включая белки Tpr, другие мембранные белки, белки биосинтеза клеточной стенки, генные регуляторные белки и компоненты процесса репарации ДНК, у T.paraluiscuniculi Cuniculi Геном относительно геномов T. pallidum , секвенированные на сегодняшний день.

    Обсуждение

    Полная последовательность генома T. paraluiscuniculi Cuniculi A была определена путем объединения данных, полученных с помощью методов секвенирования Illumina и Sanger и гибридизации на микрочипах. Данные секвенирования 454 использовались в качестве основы для сборки, и окончательная последовательность генома была проверена путем геномного снятия отпечатков пальцев. Этот анализ генома Куникули А выявил поразительное сходство с другими секвенированными геномами трепонем (99.16% идентичность последовательностей между консервативными областями геномов Nichols и Cuniculi A), включая идентичные порядки генов, несмотря на различия в специфичности хозяина и клинических проявлениях инфекций, вызванных T. paraluiscuniculi и T. pallidum ssp. паллидум . Размер генома Cuniculi A (1133390 п.н.) примерно на 4,6 и 6,1 т.п.н. меньше, чем размер генома ранее опубликованного T.p. ssp. pallidum Nichols и геномы SS14 соответственно.Кроме того, вставка, несущая последовательность tprK (1,3 т.п.н.) в межгенной области между TP0126 и TP0127, присутствует в субпопуляции штамма Nichols [28], что приводит к разнице в 5,9 т.п.н. между геномами Cuniculi A и Nichols. В неопубликованных исследованиях геном T. pallidum подвида pertenue Samoa D (1 139 330 п.н.) также оказался на ~ 6,0 kb больше, чем геном Куникули A (Д. Чейкова, личное сообщение). Как показано Strouhal et al.[2], меньший геном Cuniculi A является результатом делеций, локализованных в основном вокруг генов tpr . Помимо уменьшенного размера генома, геном Cuniculi A содержал заметно большее количество псевдогенов и фрагментов генов. В геноме Николса идентифицировано всего 9 генов, содержащих аутентичные сдвиги рамки считывания [18]. Помимо этих 9 генов со сдвигом рамки считывания, в геноме SS14 есть еще 6 псевдогенов (5 генов со сдвигом рамки считывания и один с нонсенс-мутацией) [19]. В геноме Samoa D 13 псевдогенов (M.Зобаникова, личное сообщение). Таким образом, количество псевдогенов и фрагментов генов (51) в геноме Cuniculi A заметно превышает их количество в геномах Nichols, SS14 и Samoa D соответственно.

    В геноме Куникули А имеется 25 генов, представляющих слияния 52 ортологов Николса. В большинстве случаев ортологи Николса разделяются из-за ошибок секвенирования в опубликованной полногеномной последовательности Николса [18]. Следовательно, большинство этих слияний генов не представляют истинных различий в сравниваемых геномах.Напротив, отсутствующие гены, фрагменты генов, псевдогены и гены, кодирующие белки со многими изменениями аминокислот, считались важными различиями.

    Было обнаружено, что около 13% генов Cuniculi A кодируют белки, идентичные тем, которые кодируются в геноме Николса, что указывает на сильную консервацию белковой последовательности в этих белках. Большинство этих генов кодируют домашние белки и, вероятно, представляют собой набор высококонсервативных трепонемных генов, важных для основных функций трепонемных клеток.35 генов, кодирующих идентичные гипотетические белки в обоих геномах, также являются кандидатами на важные клеточные функции. Действительно, недавно были предсказаны функции трех из этих белков: TP0650 как белок, участвующий в трансляции, TP0772 как регулятор транскрипции и TP0941 как регулятор подвижности [29].

    Сравнение количества генов, содержащих сдвиги рамки считывания и / или основные изменения последовательности (по сравнению с ортологами Николса) в функциональных группах генов Cuniculi A, выявило высокий процент этих генов в группе факторов вирулентности, в генах, участвующих в метаболизме ДНК, и в группе генов с неизвестной функцией.Эти данные свидетельствуют о том, что накопление изменений в генах, кодирующих предсказанные факторы вирулентности и гены с неизвестными функциями (некоторые из них являются потенциальными кандидатами на факторы вирулентности, см. Ниже), является причиной потери T. paraluiscuniculi инфекционности для человека. Более того, затронутые гены, участвующие в репликации, репарации и рекомбинации ДНК, могут указывать на их возможную роль в ускорении эволюции T. paraluiscuniculi .

    Пятьдесят два гипотетических гена со сдвигом внутренней рамки считывания и / или основными изменениями последовательности были обнаружены у T.paraluiscuniculi (таблица 2 и S4). Данные, доступные из ранее опубликованного анализа транскриптомов, который картировал уровни экспрессии гена штамма Николса во время экспериментального заражения кроликов [21], ясно показали, что эти гены активно транскрибируются во время инфекции. Более того, средний уровень транскрипции этих генов был значительно выше, чем средний уровень экспрессии генов всех генов с неизвестной функцией (1,46 против 0,86), что указывает на то, что эти гены, вероятно, представляют истинные гены в геноме Николса, играющие важную роль во время инфекции.Таким образом, эти гипотетические гены являются кандидатами на роль важных факторов вирулентности T. pallidum и должны вызвать интерес в будущих исследованиях сифилиса. У T. paraluiscuniculi большинство генов (где можно было рассчитать тип отбора), принадлежащих к этой группе, были обнаружены при нейтральном отборе, что указывает на генетическую неактивность этих генов. Один положительно выбранный ген, TP0031, может представлять ген, участвующий в адаптации T. paraluiscuniculi к кроликам.Кроме того, 12 гипотетических генов со сдвигом внутренней рамки считывания и / или основными изменениями последовательности были предсказаны как внутренние или внешние мембранные белки. T. pallidum полногеномный скрининг антигенов, в ходе которого было протестировано 882 генных продукта [22], выявил 106 антигенов, распознаваемых кроличьими антителами, полученными от инфицированных кроликов. Из этих 106 идентифицированных антигенов 9 антигенов соответствуют группе из 52 генов гипотетического белка Cuniculi A, которые имеют сдвиги рамки считывания или основные изменения последовательности. Интересно, что группа предсказанных белков мембраны и внешней мембраны и группа идентифицированных антигенов не пересекались, вероятно, в результате проблемного рекомбинантного производства мембранных белков в E.coli . Кроме того, было идентифицировано 22 гипотетических белка, которые взаимодействуют с белками известной функции, включая преимущественно структуры клеточной стенки и антигены, регуляторные и метаболические белки [29]. В целом более половины этих белков, вероятно, вовлечены в структуру клеточной стенки, а некоторые другие могут участвовать в регуляции генов.

    Наиболее затронутой группой генов в геноме Куникули А было семейство паралоговых генов tpr . Хотя точная роль отдельных генов tpr в трепонемной инфекции остается неясной, появляются все новые доказательства роли генов tpr в патогенности трепонем и специфичности хозяина.В геноме T. pallidum subsp. pallidum Nichols, имеется 12 паралогов tpr генов [18]. Было показано, что белки Tpr индуцируют антительный ответ во время инфекции и проявляют гетерогенность как внутри, так и между исследованными подвидами и штаммами T. pallidum [30] - [32]. Считается, что белки Tpr участвуют в патогенезе и / или уклонении от иммунитета. Была предложена модель антигенной изменчивости TprK, вызванной конверсией гена, во время экспериментального инфицирования [33].Различия между видами и подвидами Treponema в содержании и экспрессии гена tpr считаются важными детерминантами патогенеза и иммуногенности [16], [17]. Из 12 генов tpr в геноме Cuniculi A (рис.1) только четыре являются интактными: tprA , tprB , tprH и tprL . Остальные 8 генов содержат сдвиги рамки считывания и / или делеции. Интересно, что ген tprA в геноме Николса содержит аутентичный сдвиг рамки считывания, приводящий к неактивному гену tprA .Это также относится к геному SS14 [19]. Напротив, tprA в Cuniculi A (а также в геноме Samoa D; D. Čejková, личное сообщение) не содержал этой мутации сдвига рамки считывания и, по-видимому, является функциональным. Помимо обычной копии tprK , T. pallidum содержит tprK -подобную последовательность, локализованную во вставке 1,3 т.п.н., присутствующей в части трепонемной популяции [28]. Аналогичная ситуация и для т.р. ssp. относится к геномам, где этот сайт также обнаруживает внутриштаммовую гетерогенность (данные не показаны). Участок, содержащий последовательность tprK , не обнаружен в T. paraluiscuniculi [2]. Основные различия, наблюдаемые в генах tpr между T. paraluiscuniculi и T. pallidum , предполагают их роль в специфичности ряда хозяев. Фактически, только генов tprA, B, H, L , по-видимому, функционируют в геноме Cuniculi A. Напротив, tprC, D, E, F, G, I, J, K были затронуты в геноме Cuniculi A.Было показано, что гены tprE, G, J по-разному экспрессируются в отдельных клинических изолятах T. pallidum с гомополимерами гуанозина в промоторных областях, модулирующих экспрессию их генов [34]. Интересно, что шесть генов tpr , включая tprC, D, E, F, I, J из 8 пораженных, были недавно предсказаны как гены, кодирующие редкие белки внешней мембраны (OMP) у T. pallidum [35]. Эти данные предполагают роль редких OMP Tpr в инфекционности T. pallidum для человека.Было предсказано, что из 4 функциональных генов tprA, B, H, L , tprB, L кодируют редкие OMP ( T. paraluiscuniculi, TprL имел предсказанную сигнальную последовательность), что позволяет предположить, что OMP могут быть важны также в течение Заражение кроликов T. paraluiscuniculi .

    По-видимому, существуют важные различия между T. paraluiscuniculi Cuniculi A и другими трепонемными штаммами в отношении генов рекомбинации ДНК. В штамме Cuniculi A мутация recQ привела к предсказанному белку RecQ без С-концевого домена HDCR [36].Хотя точная роль этого домена остается неясной, С-концевой домен RecQ связывает ДНК [37]. Предсказанная последовательность RecB (важная для пути RecBCD) имеет большое количество аминокислотных замен, а предсказанные белки RecX и Ssp имеют удлиненные С-концевые последовательности. Существуют также различия в расположении recX в Cuniculi A по сравнению с другими видами бактерий и штаммами трепонем. В E. coli было показано, что белок RecX ингибирует некоторые функции, опосредованные RecA [38].Напротив, у эксклюзивного патогена человека, N. gonorrhoeae , RecX усиливает активность RecA [39]. Подобно ситуации в геноме N. gonorrhoeae , recX в Cuniculi A не расположен ниже (и перекрывается) recA , а находится в другом локусе генома; это различие указывает на то, что экспрессия и функция RecX могут быть более похожи на таковые у N. gonorrhoeae . Взятые вместе, генетические изменения в генах recB , recQ и recX согласуются с наблюдаемым повышенным генетическим разнообразием в геноме Cuniculi A из-за неэффективной / модифицированной репарации ДНК и путей гомологичной рекомбинации.Гомологичная рекомбинация как основной процесс репарации ДНК часто происходит в бактериальных геномах и приводит к конверсии генов. Конверсия генов является важным механизмом эволюции паралоговых генов [40] и может быть затронута в геноме Cuniculi A.

    Мы также исследовали другие генетические различия, чтобы оценить их потенциальную роль в патогенезе у T. paraluiscuniculi . В отличие от TPASS_0520 в т.р. ssp. pallidum и несколько других трепонем, TPCCA_0520 из T . paraluiscuniculi кодирует полноразмерную сенсорную гистидинкиназу, что позволяет предположить возможную роль этого белка в регуляции генов. tpr Гены A и TPCCA_0520 представляют собой два из четырех примеров интактных генов, присутствующих в геноме Cuniculi A, но содержащих мутации сдвига рамки считывания в ssp. паллидум . Некоторые мембранные хеморецепторные белки (Mcp) Cuniculi A содержали основные изменения последовательности (TPCCA_0040, TPCCA_0488, TPCCA_0639, TPCCA_0640) по сравнению с их аналогами Николса.Хемотаксические белки, таким образом, по-видимому, являются одними из наиболее дивергентных белков в геноме Cuniculi A, что может коррелировать с измененными паттернами передачи сигналов хемотаксиса.

    Некоторые компоненты бактериальной оболочки содержали основные изменения последовательности. Функция белка Arp неизвестна, но он содержит повторяющиеся предсказанные фибронектин-связывающие иммуногенные домены [27]. Более того, было показано, что различные повторы связаны с половым путем передачи трепонемных патогенов [41]. Интересно, что ген arp был обнаружен в результате сильного положительного отбора в геноме Cuniculi A, что подтверждает его потенциальную роль в заражении кроликов.TPCCA_0136, фибронектин- и ламинин-связывающий белок, представляет собой белок внешней мембраны, демонстрирующий как меж-, так и внутриподвидовые вариабельные последовательности. Иммунизация рекомбинантным белком замедляла образование язв, но не предотвращала инфекцию или образование повреждений [26]. Иммунизация рекомбинантным Tp92 частично защитила кроликов от последующего заражения T. pallidum [25]. Изменения последовательностей генов, кодирующих важные антигены, являются одной из наиболее вероятных причин изменений патогенности и специфичности хозяина.В Rickettsia prowazekii ген capD кодирует эпимеразу, участвующую в биосинтезе капсульного полисахарида. Cuniculi A capD не работал. Поскольку экзополисахариды являются важными факторами вирулентности бактерий, мутация capD в Cuniculi A может быть одной из причин снижения вирулентности этого штамма. Помимо этих генов, измененные гены с предсказанными регуляторными функциями (TPCCA_0220, TPCCA_0461 и TPCCA_0511) предполагают различия в регуляторной сети генов в геноме Cuniculi A.Измененная регуляторная сеть в геноме Cuniculi A и результирующая понижающая или повышающая регуляция отдельных генов могут быть добавлены к потенциальным причинам наблюдаемого снижения вирулентности штамма Cuniculi A.

    В совокупности основными причинами являются уменьшение размера генома, заметное увеличение количества псевдогенов, затронутые гены, участвующие в биосинтезе и структуре клеточной оболочки, а также множественные генетические изменения в белках, участвующих в рекомбинации ДНК, передаче сигналов клеток и регуляции генов. для более узкой специфики хоста.Уменьшение размера генома и накопление псевдогенов - обычное явление для бактерий, адаптирующихся к более простым нишам, связанным с хозяином [42]. Утрата инфекционности T. paraluiscuniculi для человека может представлять собой такой процесс. С другой стороны, адаптация T. paraluiscuniculi к кроликам, приводящая к более эффективному инфицированию этого хозяина, может быть результатом дополнительных изменений, которые могут включать в себя положительно выбранные гены tprL , arp и TP0031 и / или ряд рассеянных мутаций по всему T.paraluiscuniculi геном. T. paraluiscuniculi , таким образом, оказывается трепонемой в процессе адаптации к одному хозяину (кролику) и, следовательно, скорее всего является потомком pallidum - или pertenue -подобных предков, а не наоборот.

    Материалы и методы

    Выделение

    хромосомной ДНК T. paraluiscuniculi

    T. paraluiscuniculi штамм Cuniculi A был первоначально выделен доктором Drs.Пол Харди и Эллен Нелл; штамм был любезно предоставлен доктором Шейлой А. Люкхарт из Вашингтонского университета. Организмы размножали интратестикулярной инокуляцией кроликов, экстрагировали и очищали центрифугированием в градиенте Hypaque, как описано ранее [18], [43]. Геномную ДНК получали согласно протоколу, опубликованному ранее [18].

    Секвенирование ДНК

    Геномную ДНК Cuniculi A (2,1 мкг) использовали для секвенирования путем синтеза (на основе пиросеквенирования) с использованием устройства для секвенирования GS20 (454 Life Sciences Corporation, Бранфорд, Коннектикут, США).В результате секвенирования было получено 398 отдельных обрезанных контигов с общим размером контига 1133704 п.н. (средняя длина контига 2848 п.н., длина контига варьировала от 102 до 22 217 п.н.). Подмножество из 330 индивидуальных контигов показало совпадения с опубликованной трепонемной ДНК Николса [18], покрывая 1 128 602 п.н. и оставив 4788 п.н. несеквенированными. Количество индивидуальных чтений в этих 330 контигах составило 204 765, что соответствует общей длине чтения 20 443 023 п.н. Соответствующий охват секвенированием для генома Cuniculi A составил 18.04. Большинство контингентов, не относящихся к трепонемам, показали сходство с последовательностями кроликов, вероятно, в результате контаминации ДНК Cuniculi A ДНК кролика во время получения хромосомной ДНК.

    Параллельно с пиросеквенированием использовали метод секвенирования Illumina (Illumina, Сан-Диего, Калифорния, США) с использованием устройства для секвенирования Genome Analyzer. Считывания Illumina (по 36 п.н. каждое) были собраны в 726 контигов с помощью ассемблера коротких считываний Velvet [44]. Общее количество чтений (3 053 564) соответствует общей длине чтения 109 928 304 п.н. (97-кратное покрытие).Некоторые из 726 контигов перекрываются на несколько пар оснований, и поэтому количество пропусков упало до 475, что соответствует общей длине перерыва в 33 634 пар оснований.

    Секвенирование по Сэнгеру последовательностей Cuniculi A использовали для оценки качества секвенирования ДНК и завершения всей последовательности генома. Приблизительно 150 продуктов ПЦР, полученных с использованием праймеров, используемых для других проектов трепонемного генома, были секвенированы для сравнения с последовательностями, полученными Illumina и 454. Все 50 расхождений были в результатах 454 последовательностей и включали 43 ложные вставки, 3 ложные делеции и 4 замены.Двадцать четыре из 46 инделей обнаружены в гомополимерных областях). Основываясь на этих результатах, мы сочли последовательности Illumina более точными и использовали их для генерации полной последовательности генома.

    Дополнительный подход, стратегия CGS [19], была использована для определения последовательности генома Cuniculi A. Массивы олигонуклеотидов из 29-меров, полученных из последовательности Николса, покрывающие обе цепи, гибридизовали отдельно с флуоресцентно меченными геномными ДНК Николса и Куникули А.Равные сигналы гибридизации в обоих препаратах геномной ДНК указывали на идентичные последовательности, тогда как снижение гибридизации с ДНК Cuniculi A происходило в областях с различиями последовательностей или инделениями. Эта информация использовалась, чтобы помочь «заполнить» пробелы в последовательности между контигами Illumina. Все несоответствия в областях разрыва были устранены традиционным секвенированием по Сэнгеру.

    Дактилоскопирование всего генома

    Результаты фингерпринтинга всего генома [45] для генома Cuniculi A [2] были использованы для проверки сборки генома.Вкратце, праймеры, разработанные для T. pallidum subsp. pallidum и матричную ДНК из T. paraluiscuniculi Cuniculi A использовали для получения больших ампликонов от 5 до 28 т.п.н., охватывающих весь геном; затем они были переварены множеством ферментов для получения карты макро рестрикции. Геномную последовательность Cuniculi A использовали для моделирования рестрикционного переваривания in silico , и эти данные сравнивали с экспериментально полученными данными. Всего было использовано 19 индивидуальных рестрикционных ферментов, включая Acc I (194 подтвержденных сайта-мишени рестрикции), Asc I (2), Bam HI (222), Cla I (107), Eco RI ( 157), Eco RV (200), Hin d III (258), Kpn I (112), Mlu I (277), Mse I (8), Nco I (61 ), Nde I (1), Nhe I (14), Rsr II (20), Sac I (86), Spe I (25), Sph I (13), Xba I (68) или Xho I (191) ферменты (NEB) по отдельности или в комбинациях.Три фермента, Bam H I, Eco R I и Hin d III, использовали для рестрикционного анализа всех ампликонов. Использование других ферментов было необязательным в зависимости от длины рестрикционных фрагментов и доступности сайтов-мишеней рестрикции. Чтобы установить экспериментальную ошибку WGF, длины 250 отдельных фрагментов ДНК в 5 интервалах фрагментов (50 фрагментов на интервал), включая 0,2–0,5 т.п.н., 0,5–1 т.п.н., 1-2 т.п.н., 2–3 т.п.н. и 3-4 т.п.н. kb, соответственно, были измерены в агарозных гелях с помощью AlphaView Software Version 3.0 (Alpha Innotech, Сан-Леандро, Калифорния) и рассчитано на основе данных in silico . Средняя ошибка для каждого интервала представляет собой среднюю разницу между экспериментальными и расчетными размерами фрагментов. Средние ошибки были рассчитаны для 10,9 п.н., 16,8 п.н., 22,3 п.н., 38,9 п.н. и 52,5 п.н. с интервалами 0,2–0,5 т.п.н., 0,5–1 т.п.н., 1-2 т.п.н., 2-3 т.п.н. и 3-4 т.п.н. соответственно. Набор из 722 наименьших доступных фрагментов (покрывающих весь геном Cuniculi A) длиной от 0,2 до 4,0 kb (средняя длина 1712 пар оснований) и покрывающих немного больше длины генома Cuniculi A из-за перекрытия амплифицированных областей ( 1,235,806 п.н.), и частота ошибок была рассчитана на основе количества фрагментов ДНК в каждом индивидуальном интервале размеров.Средняя ошибка для всех проанализированных рестрикционных фрагментов ДНК составила 27,9 п.н. (1,6% от средней длины фрагмента) с диапазоном вариаций от 0 до 132 п.н.

    Прогнозирование генов и аннотации.

    Предсказание и аннотация генов выполнялись в соответствии с автоматической схемой аннотации, используемой в Центре генома Вашингтонского университета [46]. Гены (гены TPCCA) были предсказаны программами Glimmer и GeneMark [47], [48]. Автоматическая аннотация была изменена путем сравнения с опубликованными последовательностями генома T.pallidum Nichols и геномы SS14 [18], [19]. Выравнивание генома выполняли с помощью финишного инструмента Consed [49].

    Анализ последовательности ДНК и статистический анализ

    Анализ последовательности ДНК

    проводили с использованием программы DnaSP , версия 5.10 [50]. Было рассчитано полногеномное нуклеотидное разнообразие (π) между Cuniculi A и отдельными секвенированными геномами T. pallidum , включая штаммы Nichols, Chicago и SS14, соответственно.Количество синонимичных замен на синонимичный сайт (Ks), количество несинонимичных замен на несинонимичный сайт (Ka), отношения Ka / Ks и тест на основе кодонов для оценки типа отбора были рассчитаны с использованием модели Кумара [ 51] и программу MEGA4 [52]. Статистическая значимость числа генов, содержащих сдвиги рамки считывания и / или основные изменения последовательности (MSC) в функциональных группах генов T. paraluiscuniculi , была рассчитана с использованием стандартных методов, полученных из биномиального распределения, включая двусторонний тест.Для статистических расчетов использовалась программа STATISTICA , версия 8.0 (StatSoft, Tulsa, OK, USA).

    Номера доступа нуклеотидной последовательности

    Нуклеотидные последовательности, представленные в этом исследовании, были депонированы в GenBank под номером доступа CP002103.

    Благодарности

    Мы благодарим Донну Вилласана, Чжанвань Ли и Цзин Лю за техническую помощь в секвенировании ДНК.

    Вклад авторов

    Задумал и спроектировал эксперименты: DS GMW.Проведены эксперименты: ДС МЗ МС ДЦ ПП СД-Р. Проанализированы данные: TA DS MZ XQ CB LC KH-P DMM. Предоставленные реагенты / материалы / инструменты для анализа: DS GMW RAG SJN TA. Написал статью: DS SJN.

    Ссылки

    1. 1. Graves S, Downes J (1981) Экспериментальное заражение человека вирулентным вирусом кролика Treponema paraluis-cuniculi . Бр. Дж. Венер Дис 57: 7–10.
    2. 2. Струхал М., Шмайс Д., Матейкова П., Содергрен Э., Амин А.Г. и др. (2007) Геномные различия между Treponema pallidum subsp pallidum штамм Nichols и T.paraluiscuniculi , штамм Cuniculi A. Infect Immun 75: 5859–5866.
    3. 3. Jacobsthal E (1920) Untersuchungen über eine syphilisähnliche Spontanerkrankung des Kaninchens (Paralues-cuniculi). Derm Wschr 71: 569–571.
    4. 4. Смит Дж. Л., Песецкий Б. Р. (1967) Текущее состояние Treponema cuniculi : Обзор литературы. Бр. Дж. Венер Дис 43: 117–127.
    5. 5. DiGiacomo RF, Talburt CD, Lukehart SA, Baker-Zander SA, Condon J (1983) Treponema paraluis-cuniculi Инфекция в коммерческом крольчатнике: эпидемиология и серодиагностика.Lab Anim Sci 33: 562–566.
    6. 6. DiGiacomo RF, Lukehart SA, Talburt CD, Baker-Zander SA, Condon J, et al. (1984) Клинический курс и лечение венерического спирохетоза у новозеландских белых кроликов. Бр. Дж. Венер Дис 60: 214–218.
    7. 7. Schell RF, Azadegan AA, Nitskansky SG, Lefrock JL (1982) Приобретенная устойчивость хомяков к заражению гомологичными и гетерологичными вирулентными трепонемами. Заражение иммунной 37: 617–621.
    8. 8. Тернер ТБ, Холландер Д.Х. (1957) Биология трепонематозов.Женева: Всемирная организация здравоохранения. 272 с.
    9. 9. Baker-Zander SA, Lukehart SA (1984) Антигенная перекрестная реактивность между Treponema pallidum и другими патогенными членами семейства Spirochaetaceae . Infect Immun 46: 116–121.
    10. 10. Hougen KH, Birch-Andersen A, Jensen HJ (1973) Электронная микроскопия Treponema cuniculi . Acta Pathol Microbiol Scand Microbiol Immunol 81: 15–28.
    11. 11. Norris SJ, Pope V, Johnson RE, Larsen SA (2003) Treponema и другие спирохеты, связанные с хозяином человека.В: Murray PR, Baron EJ, Pfaller MA, Jorgensen JH, Yolken RH, редакторы. Руководство по клинической микробиологии. Вашингтон, округ Колумбия: ASM Press. С. 955–971.
    12. 12. Пилинг RW, Крюк EW (2006) Патогенез сифилиса: Великий подражатель, еще раз. Дж. Патол 208: 224–232.
    13. 13. Digiacomo RF, Lukehart SA, Talburt CD, Baker-Zander SA, Giddens WE и др. (1985) Хроничность заражения Treponema paraluis-cuniculi у новозеландских белых кроликов.Генитурин Мед 61: 156–164.
    14. 14. Levaditi C, Marie A, Nicolau S (1921) Virulence pour l'homme du spirochète de la spirillose spontanée du lapin. C R Acad Sci 172: 1542–1543.
    15. 15. Khan AS, Nelson RAJ, Turner TB (1951) Иммунологические отношения между видами и штаммами вирулентных трепонем, определенные с помощью теста на иммобилизацию трепонем. Ам Дж. Хиг 53: 296–316.
    16. 16. Джакани Л., Сан Е.С., Хевнер К., Молини Б.Дж., Ван Вурхис В.К. и др.(2004) Гомологи Tpr в штамме Treponema paraluiscuniculi Cuniculi A. Инфекция иммунной 72: 6561–6576.
    17. 17. Грей Р.Р., Маллиган С.Дж., Молини Б.Дж., Сан ES, Джакани Л. и др. (2006) Молекулярная эволюция генов tprC , D , I , K , G и J в патогенном роде Treponema . Мол Биол и Эвол 23: 2220–2233.
    18. 18. Фрейзер CM, Норрис SJ, Weinstock GM, White O, Sutton GG и др.(1998) Полная последовательность генома Treponema pallidum , спирохеты сифилиса. Наука 281: 375–388.
    19. 19. Матейкова П., Струхал М., Шмайс Д., Норрис С.Дж., Палцкилл Т. и др. (2008) Полная последовательность генома Treponema pallidum ssp pallidum штамм SS14, определенная с помощью массивов олигонуклеотидов. BMC Microbiol 8: 76
    20. 20. Giacani L, Jeffrey BM, Molini BJ, Le HT, Lukehart SA и др. (2010) Полная последовательность генома и аннотация Treponema pallidum subsp. pallidum Чикагский штамм. J Bacteriol 192: 2645–2646.
    21. 21. Шмайс Д., МакКевитт М., Хауэлл Дж.К., Норрис С.Дж., Кай В.В. и др. (2005) Транскриптом Treponema pallidum : профиль экспрессии генов во время экспериментальной инфекции кроликов. J Bacteriol 187: 1866–1874.
    22. 22. МакКевитт М., Бринкман МБ, Маклафлин М., Перес С., Хауэлл Дж. К. и др. (2005) Идентификация по шкале генома Treponema pallidum антигенов. Infect Immun 73: 4445–4450.
    23. 23. Сетубал Дж. К., Рейс М., Мацунага Дж., Хааке Д. А. (2006) Вычислительное предсказание липопротеинов в геномах спирохет. Микробиология 152: 113–121.
    24. 24. Fenno J, Müller KH, McBride BC (1996) Анализ последовательности, экспрессия и связывающая активность рекомбинантного главного белка внешней оболочки (Msp) Treponema denticola . J Bacteriol 178: 2489–2497.
    25. 25. Кэмерон С.Э., Люкхарт С.А., Кастро С., Молини Б., Годорн С. и др.(2000) Опсонический потенциал, защитная способность и сохранение последовательности Treponema pallidum подвид pallidum Tp92. J Infect Dis 181: 1401–1413.
    26. 26. Бринкман М.Б., Макгилл М.А., Петтерссон Дж., Роджерс А., Матейкова П. и др. (2008) Новый антиген Treponema pallidum , TP0136, представляет собой белок внешней мембраны, который связывает фибронектин человека. Заражение иммунной 76: 1848–1857.
    27. 27. Лю Х., Родес Б., Джордж Р., Штайнер Б. (2007) Молекулярная характеристика и анализ гена, кодирующего кислый повторяющийся белок (Arp) Treponema pallidum .J Med Microbiol 56: 715–721.
    28. 28. Шмайс Д., МакКевитт М., Ван Л., Хауэлл Дж. К., Норрис С. Дж. И др. (2002) Библиотека ВАС ДНК T. pallidum в E. coli . Genome Res 12: 515–522.
    29. 29. Титц Б., Раджагопала С.В., Голл Дж., Хойзер Р., МакКевитт М.Т. и др. (2008) Бинарный белковый интерактом Treponema pallidum - спирохета сифилиса. PLoS One 3: e2292.
    30. 30. Центурион-Лара А., Кастро С., Барретт Л., Камерон С., Мостоуфи М. и др.(1999) Treponema pallidum , гомолог главного белка оболочки Tpr K, является мишенью для опсонических антител и защитного иммунного ответа. J Exp Med 189: 647–656.
    31. 31. Центурион-Лара А, Годорнес С., Кастро С., Ван Вурхис В. К., Люкхарт С. А. (2000a) Ген tprK является гетерогенным среди штаммов Treponema pallidum и имеет несколько аллелей. Заражение иммунной 68: 824–831.
    32. 32. Центурион-Лара А., Сан ES, Барретт Л.К., Кастро С., Люкхарт С.А. и др.(2000b) Множественные аллели гена D с повторением Treponema pallidum в изолятах Treponema pallidum . J Bacteriol 182: 2332–2335.
    33. 33. Центурион-Лара А., ЛаФонд Р. Э., Хевнер К., Годорнес С., Молини Б. Дж. И др. (2004) Конверсия гена: механизм генерации гетерогенности в гене tprK Treponema pallidum во время инфекции. Мол микробиол 52: 1579–1596.
    34. 34. Giacani L, Lukehart S, Centurion-Lara A (2007) Длина гомополимерных повторов гуанозина модулирует промоторную активность генов tpr подсемейства II Treponema pallidum ssp. паллидум . FEMS Immunol Med Microbiol 51: 289–301.
    35. 35. Cox DL, Luthra A, Dunham-Ems S, Desrosiers DC, Salazar JC, et al. (2010) Поверхностное иммуномечение и консенсусная вычислительная структура для идентификации кандидатов редких белков внешней мембраны Treponema pallidum . Infect Immun 78: 5178–5194.
    36. 36. Морозов В., Мушегян А.Р., Кунин Е.В., Борк П. (1997) Предполагаемый домен, связывающий нуклеиновую кислоту в геликазах синдрома Блума и Вернера.Тенденции в биохим. Науке 22: 417–418.
    37. 37. Bernstein DA, Keck JL (2003) Картирование домена Escherichia coli RecQ определяет роли консервативных N- и C-концевых областей в семействе RecQ. Nucleic Acids Res 31: 2778–2785.
    38. 38. Stohl EA, Brockman JP, Burkle KL, Morimatsu K, Kowalczykowski SC и др. (2003) Escherichia coli RecX ингибирует активность рекомбиназы и копротеазы RecA in vitro и in vivo. J Biol Chem 278: 2278–2285.
    39. 39. Stohl EA, Seifert HS (2001) Ген recX усиливает гомологичную рекомбинацию в Neisseria gonorrhoeae . Мол микробиол 40: 1301–1310.
    40. 40. Нунан Дж. П., Гримвуд Дж., Шмутц Дж., Диксон М., Майерс Р. М. (2004) Конверсия генов и эволюция разнообразия кластеров генов протокадгерина. Genome Res 14: 354–366.
    41. 41. Харпер К.Н., Лю Х., Окампо П.С., Штайнер Б.М., Мартин А. и др. (2008) Последовательность гена кислого повторяющегося белка ( arp ) отличает венерический подвид Treponema pallidum от невенерического, и этот ген развился в результате сильного положительного отбора в подвиде, вызывающем сифилис.FEMS Immunol Med Microbiol 53: 322–332.
    42. 42. Паллен MJ, Wren BW (2007) Бактериальная патогеномика. Природа 449: 835–842.
    43. 43. Басеман Дж. Б., Николс Дж. К., Румпп Дж. В., Хейс Н. С. (1974) Очистка Treponema pallidum из инфицированной ткани кролика: разделение на две трепонемные популяции. Заражение иммунной 10: 1062–1067.
    44. 44. Zerbino DR, Birney E (2008) Velvet: Алгоритмы для сборки короткого чтения de novo с использованием графов де Брейна.Genome Res 18: 821–829.
    45. 45. Weinstock GM, Norris SJ, Sodergren E, Smajs D (2000) Идентификация генов вирулентности in silico: геномика инфекционных заболеваний. В: Brogden KA, Roth JA, Stanton TB, Bolin CA, Minion FC, Wannemuehler MJ, редакторы. Механизмы вирулентности бактериальных патогенов. Вашингтон, округ Колумбия: ASM Press. С. 251–261.
    46. 46. Нельсон KE, Weinstock GM, Highlander SK, Worley KC, Creasy HH и др. (2010) Каталог эталонных геномов микробиома человека.Science 328: 994–999.
    47. 47. Delcher A, Harmon D, Kasif S, White O, Salzberg SL (1999) Улучшенная идентификация микробных генов с помощью GLIMMER. Nucleic Acids Res 27: 4636–4641.
    48. 48. Лукашин А.В., Бородовский М. (1998) GeneMark.hmm: новые решения для поиска генов. Nucleic Acids Res 26: 1107–1115.
    49. 49. Гордон Д., Абаджян С., Грин П. (1998) Содержание: графический инструмент для завершения последовательности. Genome Res 8: 195–202.
    50. 50.Librado P, Rozas J (2009) DnaSP v5: программное обеспечение для всестороннего анализа данных полиморфизма ДНК. Биоинформатика 25: 1451–1452.
    51. 51.

      Добавить комментарий

      Ваш адрес email не будет опубликован. Обязательные поля помечены *